WWW.MASH.DOBROTA.BIZ
БЕСПЛАТНАЯ  ИНТЕРНЕТ  БИБЛИОТЕКА - онлайн публикации
 

Pages:     | 1 ||

«Никитина Лариса Валерьевна ВКЛАД НЕОДНОРОДНОСТИ БЕЛКОВ САРКОМЕРА В СОКРАТИТЕЛЬНУЮ ФУНКЦИЮ МИОКАРДА И ЕЕ РЕГУЛЯЦИЮ ...»

-- [ Страница 2 ] --

Таким образом, при ненасыщающем кальции С-белок стимулирует АТФазную активность миозина, а также активирует движение регулируемого тонкого филамента. Данный эффект можно объяснить, предполагая, что в связи с тем, что поперечные мостики большее время находятся в присоединенном к актину состоянии, возрастает их возможность увеличивать образование новых поперечных мостиков вдоль тонкой нити через кооперативные механизмы. Можно предположить, что в данном случае играют роль следующие кооперативные механизмы взаимодействия сократительных и регуляторных белков в миокарде: (1) присоединение головки миозина в одной регуляторной группе (семь мономеров актина, тропомиозин и тропониновый комплекс) способно вызвать смещение молекулы тропомиозина в этой и близлежащей регуляторной группе, что облегчает присоединение головки миозина в этой и близлежащих регуляторных группах, (2) механизм Xb-CaTnC: сильное связывание поперечных мостиков в одной регуляторной группе увеличивает сродство тропонина С к кальцию в этой и близлежащих регуляторных группах [67, 135]. В данном случае, с нашей точки зрения, механизм Xb-CaTnC хорошо объясняет активирующий эффект С-белка на ненасыщающем кальции, обнаруженный нами в экспериментах. Действительно, увеличение времени присоединения миозина к актину, обусловленное влиянием С-белка, увеличивает концентрацию поперечных мостиков в единицу времени и согласно указанному механизму кооперативности усиливает сродство тропонина С к кальцию. Иными словами, при той же ненасыщающей концентрации кальция в присутствие С-белка тонкая нить оказывается более активированной .



Наша интерпретация полученных результатов подтверждается результатами недавних исследований, которые показали, что аминокислотная пролин-аланиновая последовательность между доменами С0 и С1 С-белка идентична N-терминальной последовательности существенной легкой цепи миозина [262]. Пролин-аланиновая последовательности и С-белка, и существенной легкой цепи способны связываться с актином. Согласно последним данным, пролин-аланиновая последовательность существенной легкой цепи модулирует актин-миозиновое взаимодействие. А именно, она либо замедляет кинетику открепления поперечных мостиков, когда связывается с актином [279], либо действует как «привязь» [206, 272]. По аналогии с существенной легкой цепью, возможно, что пролин-аланиновая последовательность С-белка выполняет аналогичную функцию и, замедляя кинетику открепления поперечных мостиков [16, 222], увеличивает время, в течение которого миозин присоединен к актину [264] .

Различие данных в искусственных подвижных системах, в частности, группы Lecarpentier [58] и наших, можно объяснить тем, что существует видоспецифичность аминокислотной последовательности первичной структуры сердечных миозинов. Такие важные структуры миозина, как АТФазный карман и актин-связывающий сайт, имеют разные аминокислотные последовательности у разных видов животных, что отражается в функциональных различиях этих белков [207]. Что касается Сбелка, как стало известно совсем недавно, первичная аминокислотная последовательность С-белка идентична у всех исследованных видов животных на 83%, но различается по содержанию пролин-аланина в линкерном участке, соединяющим домены С0 и С1. Так, в процентном отношении содержание пролин-аланина у крыс и мышей значительно меньше, чем у кролика, курицы и человека. Shaffer с соавторами [222] пришли к выводу, что возможно, от содержания пролин-аланина зависят функциональные свойства С-белка .

Сравнение кальций-чувствительной актин-миозиновой Mg-ATФазной активности изоформ сердечного миозина V1 и V3, оценка влияния сердечной изоформы миозин-связывающего белка С Эксперименты по определению Са2+-Mg2+-АТФазной активности миозина проводились для исследования влияния cMyBP-C на кальциевую регуляцию взаимодействия миозина с тонким регулируемым филаментом, так как в экспериментах на изолированных полосках миокарда было выявлено влияние cMyBP-C на кальциевую регуляцию взаимодействия миозина с актином [150, 159] .

В экспериментах мы оценивали влияние различных концентраций cMyBP-C (молярное отношение cMyBP-C к миозину от 0.2 до 2) на регулируемую Mg2+-АТФазную активность филаментов изоформ сердечного миозина на насыщающей (pCa 4) и ненасыщающей (pCa 7) концентрациях кальция. Как видно из рисунка 35, как при насыщающей, так и при ненасыщающей концентрациях кальция изоформа миозина V1 обладает более высокой Mg2+-ATФазной активностью, чем изоформа V3. Из рисунка также видно, что при любой концентрации кальция cMyBP-C не оказывает статистически достоверного влияния на Mg2+-АТФазную активность обеих изоформ (панели А и Б) .

Рисунок 35 - Влияние C-белка на Са2+-регулируемую АТФазную активность миозиновых филаментов изоформ сердечного миозина V1 и V3 при насыщающей (рСа 4, панель А) и ненасыщающая (рСа 7, панель Б) концентрациях кальция .

Примечание: реакционная смесь при определении Са2+-регулируемой АТФазной активности миозиновых филаментов содержала следующие концентрации белков:

0,05 мкМ миозиновых филаментов (по миозину), от 0,01 мкМ до 0,1 мкМ С-белка;

10 мкМ F-актина, 2 мкМ тропомиозина и 2 мкМ тропонина. Значения Са2+регулируемой АТФазной активности миозина представлены как среднее значение ± стандартное отклонение по пяти экспериментам .

Сравнение влияния сердечной изоформы миозин-связывающего белка С на соотношения «pCa-скорость» изомиозинов V1 и V3 в экспериментах на искусственной подвижной системе Данные о влиянии cMyBP-C на регуляцию сократительной активности, с одной стороны, и на кинетику популяций сильносвязанных поперечных мостиков [264], с другой стороны, наводят на мысль, что влияние cMyBP-C на регуляцию связано с механизмом мостиково-тропониновой кооперативности (Xb-СаTnC) и это влияние может быть различно при доминировании той или иной изоформы сердечного миозина (V1 и V3) в кардиомиоците. В таком случае можно предположить, что cMyBP-C специфически влияет на регуляцию сократительной активности в зависимости от изоформ сердечного миозина .

Для проверки этой гипотезы в серии экспериментов на искусственной подвижной системе мы оценивали зависимость скорости движения реконструированного тонкого филамента по сердечным изомиозинам V1 и V3 от концентрации кальция в диапазоне от pCa 5 до pCa 8. Для связи «pCaскорость» оценивались коэффициент Хилла и кальциевая чувствительность, определяемая как pCa50 .

Было найдено, что добавление cMyBP-C в физиологической пропорции (молярное отношение cMyBP-C к миозину 1:5) тормозит скорость скольжения регулируемого тонкого филамента на насыщающей концентрации кальция по обеим изоформам сердечного миозина .



Для изоформы V1 скорость скольжения филамента на насыщающей концентрации кальция составила 3,2±0,08 мкм/с, а при добавлении cMyBP-C скорость падала до 1,73±0,08 мкм/с. Для изоформы V3 скорость скольжения филамента без cMyBP-C составила 2,1±0,02 мкм/с, при добавлении cMyBP-C скорость снижалась до 1,66±0,1 мкм/с (рисунок 36) .

Рисунок 36 - Зависимость скорости скольжения регулируемого тонкого филамента на насыщающей концентрации кальция от изоформ сердечного миозина V1 и V3 в присутствии и в отсутствие С-белка .

Примечание: концентрации миозина и С-белка, загружаемых в проточную камеру, составляли 300 мкг/мл (0,65 мкМ) и 20 мкг/мл (0,13 мкМ), соответственно, в молярном отношение С-белок/миозин, 1:5. Скорость скольжения представлена как среднее значение ± стандартное отклонение по трем экспериментам .

Звездочками обозначены статистически достоверные отличия значения скоростей от контроля (без С-белка), р0,05 .

Добавление cMyBP-C к изомиозину V1 в физиологичном соотношении (молярное отношение cMyBP-C к миозину 1:5) не влияет на коэффициент Хилла и кальциевую чувствительность связи «pCa-скорость» (рисунок 37А) .

Так, коэффициент Хилла для связи «pCa-скорость» без cMyBP-C составил 2,28±0,78, а с cMyBP-C – 1,56±1,11. Кальциевая чувствительность (pCa50) связи «pCa-скорость» без cMyBP-C – 6,97±0,28, с cMyBP-C – 7,06±0,12 .

В то же время добавление cMyBP-C к изомиозину V3 (рисунок 37Б) приводило к уменьшению коэффициента Хилла (1,4±0,18 без C-белка и 0,7±0,14 с C-белком), тогда как кальциевая чувствительность (pCa50) связи «pCa-скорость» не изменялась (7,2±0,2 без C-белка и 7,06±0,1 с C-белком) .

Рисунок 37 - Нормированные кривые зависимости скорости скольжения регулируемого тонкого филамента по изоформам V1 (панель А) и V3 (панель

Б) сердечного миозина от концентрации свободного кальция .

Примечание: треугольниками обозначены полученные в экспериментах на искусственной подвижной системе значения скоростей без C-белка (сплошная линия), кружками – в присутствии C-белка (пунктирная линия). Концентрации миозина и C-белка, загружаемых в проточную камеру, составляли 300 мкг/мл (0,65 мкМ) и 20 мкг/мл (0,13 мкМ), соответственно, или, в молярном отношении C-белок/миозин, 1:5. Скорость представлена как среднее значение ± стандартное отклонение по трем экспериментам. Линия регрессии соответствует уравнению Хилла .

Результаты наших экспериментов показали, что cMyBP-C специфически влияет на коэффициент кооперативности Хилла связи «pCaскорость» в зависимости от изоформ сердечного миозина. Можно предположить, что влияние cMyBP-C на связь «pCa-скорость» смеси изоформ, имеющей место в сердце, определяется именно изоформой V3. Сбелок модулирует взаимодействие миозина с актином, но по-разному влияет, как показали наши исследования, на кинетические характеристики изоформ сердечного миозина V1 и V3, а также на кооперативные эффекты поперечных мостиков этих изоформ на сродство тропонина С к кальцию через механизм Xb-CaTnC кооперативности .

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Среди внутриклеточных механизмов, позволяющих сердечной мышце приспосабливаться к изменяющимся механическим условиям, в которых происходит ее сокращение, особое внимание в современных исследованиях уделяется механизмам, реализующим вклад механических факторов в кальциевую регуляцию тонких нитей саркомеров .

Эти механизмы являются предметом исследований данной работы .

Наиболее важные среди них - механизмы кооперативности, модулирующие взаимодействие регуляторных и сократительных белков в кардиомиоцитах .

Ключевая роль, по мнению ряда исследователей, принадлежит двум механизмам кооперативности [67, 135, 241, 297]:

- сродство тропонина C к кальцию вдоль актиновых нитей саркомеров тем выше, чем больше миозиновых поперечных мостиков прикрепилось к этим тонким нитям (кооперативность Xb-CaTnC);

- сродство тропонина C к кальцию вдоль актиновых нитей саркомеров тем выше, чем больше образовалось самих кальций-тропониновых комплексов вдоль этих нитей (кооперативность CaTnC- CaTnC) .

Как подчеркивают Gordon с соавторами [135], эти два механизма вносят значительный вклад в регуляцию сократительной активности сердечной мышцы .

В частности, предполагается, что эти механизмы лежат в основе влияния механических условий сокращений миокарда на активацию/инактивацию его сократительной функции [121, 123, 133, 198, 211, 259]. А именно, увеличение расстояния между актиновыми и миозиновыми нитями в ходе укорочения мышцы (саркомеров) уменьшает вероятность образования поперечных мостиков, что через кооперативность Xb-CaTnC уменьшает концентрацию кальций-тропониновых комплексов, в то время как кооперативность CaTnC- CaTnC усиливает этот эффект, т.е .

происходит инактивация сердечной мышцы. Наоборот, увеличение длины мышцы (саркомеров) способствует ее активации .

В рамках математической модели сократительной активности миокарда было установлено [17, 68], что именно эта цепочка внутриклеточных событий предопределяет широкий спектр экспериментально установленных механо-механических, механо-кальциевых и механо-электрических обратных связей в цикле «сокращение-расслабление» миокарда. Как показал анализ модели [17, 68], именно данная цепочка событий является причиной таких фундаментальных эффектов, характерных для сердечной мышцы, как ее грузозависимое расслабление и инактивация в ответ на кратковременные деформации в ходе изометрического цикла «сокращение-расслабление». В модели показано, что эта же цепочка событий ответственна за тесно связанные с данными эффектами механо-зависимые различия во временном ходе изменения концентрации кальция в цитозоле («кальциевых переходах») и длительностях потенциалов действия, обнаруженные в классических экспериментальных исследованиях на папиллярных мышцах и трабекулах около тридцати лет назад [19, 180, 181] и впоследствии многократно подтвержденных в других работах [70, 85, 163, 187, 266, 267, 275], в том числе и на изолированных клеточных препаратах [201, 290] .

Таким образом, сформировалось и подкреплено большим количеством экспериментальных и теоретических работ представление о значительном вкладе указанных механизмов кооперативности в регуляцию сократительного цикла сердечной мышцы, и в ритмоинотропные явления в нормальных и патологических условиях. Причем, кооперативность выступает во всех этих случаях как ключевой механизм, обеспечивающий механозависимость кальциевой регуляции циклов «сокращениерасслабление» миокарда .

Поскольку кооперативность Xb-CaTnC, с одной стороны, связывает обратными связями сократительные и регуляторные белки миокарда в процессе активации тонкой нити, а с другой, существующие в сердце млекопитающих две изоформы миозина обладают разными гидролитическими, кинетическими и механическими характеристиками, то встает закономерный вопрос о возможной модуляции разными изоформами миозина регуляторных механизмов активации тонкой нити через данный тип кооперативности .

Поскольку кооперативность Xb-CaTnC - это механизм, лежащий в основе ряда важнейших феноменов биомеханики сердечной мышцы, связанных с влиянием механических условий сокращений на ее активацию [1, 68], то возможные изменения этой кооперативности в различных механически взаимодействующих между собой кардиомиоцитах стенки желудочка должны существенно модулировать ход развития напряжения в каждом из них и в стенке в целом. Это могло бы пролить свет на определенные аспекты неоднородности миокарда на тканевом уровне, а именно, на механическое взаимодействие кардиомиоцитов из различных сегментов желудочка, расположенных в направлении распространения волны возбуждения в сердце. Поскольку соотношение V1 и V3 изоформ сердечных изомиозинов различается в таких кардиомиоцитах, то это через количественные различия в Xb-CaTnC кооперативности может привести к различиям в механокальциевых обратных связях в этих миоцитах и сложным механическим динамическим взаимодействиям между ними. Поэтому при взаимодействии кардиомиоциты будут перетягивать друг друга, сложным образом меняя длины друг друга. Изменения длины через изменение межфиламентарных расстояний (механизм «lattice spacing») могут влиять на концентрацию присоединившихся мостиков, что, в свою очередь, модулирует кальциевую регуляцию сокращений сердечной мышцы. Таким образом, кооперативность Xb-CaTnC может связывать между собой механическую неоднородность миокарда на молекулярном, межклеточном и органном уровнях .

Одна из центральных задач данной работы - проверка гипотезы о существенной модуляции разными изоформами сердечного миозина обратных связей между кинетикой кальций-тропониновых комплексов и кинетикой поперечных мостиков через механизм кооперативности XbCaTnC .

Метод искусственной подвижной системы позволяет изучать непосредственное взаимодействие регуляторных и сократительных белков на уровне тонкого филамента, что дает возможность избежать артефактов, связанных с пассивными механическими свойствами целой мышцы, либо кардиомиоцита. В рамках этого метода можно, варьируя концентрации свободного кальция, регистрировать связи «pCa-скорость» и «pCa-сила» на уровне взаимодействующих белков, а также связь «сила-скорость», используя актин-связывающие белки, тормозящие движение филаментов .

Метод позволяет оценивать такие характеристики кальциевой активации тонкого филамента, как коэффициент кооперативности Хилла и кальциевую чувствительность связей «pCa-скорость» и «pCa-сила». Метод позволяют также, меняя соотношение изоформ сердечного миозина, судить о их роли через влияние на эти характеристики. Важно отметить, что поскольку метод даёт возможность менять (либо, как в данном случае, поддерживать постоянным) состав регуляторных белков, варьируя только соотношение изоформ моторного белка, это позволяет изолированно исследовать эффекты Xb-СаTnC кооперативности на изменения в коэффициенте Хилла и кальциевой чувствительности .

Мы сознаем ограничения метода искусственных подвижных систем .

Создавая систему, состоящую только из ключевых in vitro взаимодействующих звеньев сократительного и кальций-регуляторного аппаратов мышцы, мы можем потерять существенные модуляторы связи между этими элементами, имеющиеся в сердечной клетке in vivo. Однако метод искусственных подвижных систем открыт для подключения к нему других белков саркомера и изучения их вклада в актин-миозиновое взаимодействие и его регуляцию. Причем, в такой системе этот вклад может изучаться сфокусировано, исключая иные факторы, существующие в кардиомиоците. В частности, именно такое исследование было проведено нами с включением в искусственную подвижную систему миозинсвязывающего белка С и изучением его модулирующей роли в регуляции сокращений. Аналогичные исследования могут быть проведены и с другими белками .

С помощью метода искусственной подвижной системы с регулируемым тонким филаментом мы исследовали вклад изоформ сердечного миозина в активацию тонкого филамента. При сравнении характеристик связей «pCa-сила» для изоформ сердечных миозинов V1 и V3 при разных концентрациях белков оказалось, что расхождения в коэффициентах Хилла и кальциевой чувствительности разных изомиозинов наблюдаются при снижении их концентрации. Также выяснилось, что для каждого изофермента с понижением его концентрации коэффициент кооперативности возрастает. Эти данные являются новыми. В единственной опубликованной ранее работе, где оценивалось отношение «pCa-сила» для изомиозинов V1 и V3 [217], авторы приводят данные только для одной концентрации миозинов. В опубликованном протоколе эксперимента они даже не указывают, какова именно эта концентрация, что свидетельствует о том, что они вообще не рассматривают концентрацию миозина в качестве фактора, способного влиять на наклон кривой «pCa-сила» и на кальциевую чувствительность .

Изменения коэффициента Хилла при разных концентрациях изоформ миозина дают основание предполагать, что кооперативная зависимость кинетики кальций-тропониновых комплексов для V1 сильнее, чем для V3 [5]. Что касается кальциевой чувствительности, то наши данные по кривым «pCa-сила» [5] и «pCa-скорость» [9] показывают, что изоформа V3 обладает большей чувствительностью к кальцию. Кальциевая чувствительность этих связей – характеристика, связанная с регуляторными процессами в мышце, поэтому влияние V3 на эту характеристику, видимо, является свидетельством компенсаторного вклада обратных связей между миозином и кинетикой кальций-тропониновых комплексов в регуляцию сокращения .

Более детальную информацию о кооперативном влиянии изоформ V1 и V3 на кальциевую регуляцию сократительной активности даёт одновременная регистрирация нагрузки на нить и скорости движения нити под этой нагрузкой при данной кальциевой активации. Такую информацию мы получаем из кривых «сила–скорость», регистрируемых в искусственных подвижных системах с регулируемой тонкой нитью при разных концентрациях кальция .

Результаты наших экспериментов на искусственной подвижной системе показали, что максимальная скорость скольжения тонкого филамента по изоформе V1 больше максимальной скорости скольжения по изоформе V3, а сила, развиваемая изомиозином V1 меньше силы V3 как при насыщающей, так и при ненасыщающей концентрациях кальция. Таким образом, связь «сила-скорость», зарегистрированная при разных уровнях кальция, отличается у изоформ миозина, и это отличие может быть связано с тем, что вклад этих изоформ в кооперативность Xb-CaTnC различен. Следует отметить, что при изменении концентрации кальция степень кривизны связи «сила-скорость» для изоформы V3 меняется в большей степени, что так же, как и зависимости «pCa-сила» [5] и «pCa-скорость» [9], свидетельствует о её большей чувствительности к изменению концентрации кальция .

В нашей работе мы также исследовали возможный вклад изоформ тропомиозина и сердечного миозин-связывающего белка С в регуляцию сократительной активности миокарда. Поскольку эти два белка принимают участие в регуляции актин-миозинового взаимодействия мы попытались ответить на вопрос: могут ли эти белки модулировать вклад различных сердечных изомиозинов в кальциевую регуляцию сокращений через кооперативность Xb-CaTnC .

В частности, в исследованиях с использованием искусственных подвижных систем мы оценили влияние разных изоформ тропомиозина как на актин-миозиновое взаимодействие, так и на его регуляцию в зависимости от изоформ сердечного миозина V1 и V3. Для этого использовались изоформы тропомиозина, содержащие различное соотношение - и - цепей .

Для моделирования ситуаций, характерных для ряда сердечных патологий, при которых в больших количествах экспрессируется -цепь тропомиозина, использовался тропомиозин, выделенный из спинной мышцы кролика (m .

psoas) .

Результаты наших экспериментов изучению влияния изоформ тропомиозина на кальциевую активацию тонкого филамента (связь «рСаскорость») показывают, что тропомиозин по–разному модулирует влияние каждой из изоформ сердечного миозина на кинетику кальций-тропониновых комплексов .

Часть экспериментов на искусственной подвижной системе была посвящена проверке гипотезы о специфическом влиянии cMyBP-C на регуляцию актин-миозинового взаимодействия в миокарде вообще регуляцию актин-миозинового взаимодействия в миокарде вообще, и о зависимости этого влияния от изоформ сердечного миозина, в частности .

В экспериментах на искусственной подвижной системе с сердечным миозином (впервые!) в качестве моторного белка мы определили, что добавление MyBP-C в физиологической пропорции (молярное отношение MyBP-C/миозин 1:5) оказывает разнонаправленное влияние на скорость движения тонкого филамента в зависимости от концентрации кальция [98]. В частности, добавление cMyBP-C понижает скорость движения тонкого филамента при насыщающей концентрации кальция на 20% (pCa 5), но увеличивает скорость при ненасыщающем кальции (pCa 7). Установлено, что при добавлении cMyBP-C коэффициент Хилла связи «pCa-скорость»

снижается, а кальциевая чувствительность увеличивается. Результаты, полученные в эксперименте на искусственных подвижных системах, подтверждаются результатами измерения регулируемой АТФазной активности (глава 5) .

Существует целый ряд гипотез о влиянии cMyBP-C на сократительный акт. Нам с точки зрения интерпретации наших результатов, наиболее близкими кажутся гипотезы, в которых предполагается, что cMyBP-C замедляет кинетику поперечных мостиков, когда связывается с актином .

Итак, мы определили, что на ненасыщающем кальции cMyBP-C стимулирует АТФазную активность миозина и ускоряет движение регулируемого тонкого филамента. Это можно объяснить тем, что благодаря cMyBP-C поперечные мостики дольше находятся в присоединенном к актину состоянии, они способны увеличивать кооперативное образование новых поперечных мостиков вдоль тонкой нити. Можно предположить, что в данном случае играют роль следующие кооперативные механизмы взаимодействия сократительных и регуляторных белков в миокарде: 1) присоединение головки миозина в одной регуляторной группе (семь мономеров актина, тропомиозин и тропониновый комплекс) способно вызвать смещение молекулы тропомиозина в этой и близлежащей регуляторной группе, что облегчает присоединение головок миозина в этих регуляторных группах, 2) механизм мостико-тропониновой кооперативности Xb-CaTnC: [67, 135]. С нашей точки зрения, последний механизм хорошо объясняет активирующий эффект cMyBP-C при ненасыщающем кальции, обнаруженный нами в экспериментах на искусственных подвижных системах (глава 5). Вслед за нами исследования влияния cMyBP-C на комплексе белков сердечной мышцы, включающем сердечный миозин и сердечные регуляторные белки, были проведены группой ведущих американских исследователей [224]. В этой работе с использованием метода искусственной подвижной системы, были получены результаты, повторяющие наши данные .


Сопоставляя результаты электронной микроскопии с данными на искусственной подвижной системе, авторы делают вывод, что cMyBP-C может связываться на тонком филаменте не только с актином, но и с тропомиозином. При низкой концентрации кальция cMyBP-C сдвигает тропомиозин с «блокирующей» позиции и тем самым модулирует активацию тонкого филамента. Падение скорости скольжения тонкого филамента при насыщающей концентрации кальция авторы приписывают «независимому молекулярному механизму» [224] .

Поскольку модулирующее влияние cMyBP-C на регуляцию взаимодействия сердечного миозина с тонким филаментом оказывается существенным, было естественным исследовать этот феномен для каждой из изоформ сердечного миозина отдельно .

Результаты исследования влияния cMyBP-C на регуляцию сократительной активности миокарда в зависимости от изоформ сердечного миозина показали, что добавление cMyBP-C в физиологичном соотношении (молярное отношение cMyBP-C к миозину 1:5) к изомиозину V1 не влияет на коэффициент Хилла и кальциевую чувствительность кривой «pCa-скорость», тогда как добавление cMyBP-C к изомиозину V3 снижает коэффициент Хилла, не влияя на кальциевую чувствительность (pCa50) кривой «pCaскорость». Было определено, что влияние cMyBP-C на характеристики связи «pCa-скорость» для V3 выражено значительно сильнее, чем для V1. Можно полагать, что влияние cMyBP-C на связь «pCa-скорость» для смеси изоформ, имеющей место в сердце, определяется именно изоформой V3 .

Таким образом, в результате проведенных исследований с использованием метода искусственных подвижных систем мы доказали существование обратных связей между кинетикой кальций-тропониновых комплексов и кинетикой поперечных мостиков. В экспериментах in vitro мы показали разный вклад изоформ сердечного миозина в процесс активации тонкой нити. Также было показано модулирующее влияние как изоформ тропомиозина, так и сердечного миозин-связывающего белка С на этот процесс и определена специфичность влияние изоформ сердечного миозина .

Коэффициент Хилла связей «pCa-сила» и «pCa-скорость» считается интегральным показателем всех типов кооперативности, модулирующих сократительные свойства миоцита. Результаты наших исследований показали, что коэффициент Хилла связи «pCa-сила» изоформ сердечного миозина различается при низких концентрациях миозина на подложке, но при высоких концентрациях миозина коэффициент Хилла отличается слабо, в то время как кальциевая чувствительность, оцененная по величине рСа50, при обеих концентрациях белков выше для изоформы миозина V3 .

Модулирующее влияние изоформ тропомиозина на активацию тонкого филамента проявляется в значительном изменении кальциевой чувствительности. Вопрос о неизменности коэффициента Хилла при вариабельности кальциевой чувствительности требует особого обсуждения .

В серии работ, выполненных на протяжении последних десяти лет рядом исследователей (de Tombe, Irving и др.) на скинированных мышечных препаратах, в т.ч. сердечных (трабекулах), было установлено, что изменение длины препарата и/или межфиламентарного расстояния в его саркомерах заметно влияет на кальциевую чувствительность стационарной кривой «pCaсила» (т.е. на ее сдвиг вдоль оси pCa), однако очень слабо влияет на коэффициент кооперативности Хилла (т.е. на наклон этой кривой) [71, 74, 88, 176, 177, 261, 271]. Как уже отмечалось, коэффициент Хилла связи «pCaсила» считается интегральным показателем всех типов кооперативности .

Справедливо замечание, сделанное R.

Moss с соавторами в одной из обзорных статей, посвященных исследованиям механизмов кооперативности:

«Хотя изменения коэффициента Хилла означают, что кооперативность изменилась, однако из этого вовсе не следует с определенностью, что изменения кооперативности должны всегда вызывать изменения в наклоне кривой «pCa-сила»...» [211]. Тем не менее, следует признать, что отсутствие изменений наклона этой кривой - серьезное основание для постановки вопроса о том, произошли ли изменения в кооперативности. Поэтому не удивительно, что результаты, полученные de Tombe, Irving и др., заставили этих авторов и многих других исследователей усомниться в наличии существенно длинозависимой кооперативности, а значит, и во вкладе механизмов кооперативности в механозависимость кальциевой активации мышечных сокращений .

Таким образом, по данному вопросу имеются, на первый взгляд, весьма противоречивые воззрения. Причем позиции каждой из сторон достаточно сильно аргументированы .

Нам представляется, что это противоречие является мнимым, и что все перечисленные выше данные могут быть хорошо согласованы друг с другом, если допустить, что кооперативная зависимость кинетики комплексов CaTnC от концентрации поперечных мостиков и самих комплексов имеет разную степень выраженности в стационарном состоянии (при постоянном уровне кальция и, соответственно, при постоянной концентрации прикрепившихся Xb) и в переходном процессе в ответ на изменение концентрации Xb .

Это предположение можно сформулировать в виде следующей гипотезы: прикрепление поперечных мостиков увеличивает сродство тропонина C к кальцию, но в стационарных условиях константа этого сродства не может становиться больше некоего максимального значения .

Назовем это предельное значение AL (т.е. Affinity Limit). Однако непосредственно в ответ на изменение (рост/падение) числа прикрепившихся мостиков могут происходить более сильные изменения сродства TnC к кальцию. В частности, непосредственно в ответ на прикрепление новых мостиков возникает переходной процесс, в начале которого константа этого сродства может значительно превосходить AL, но затем происходит ее постепенное снижение до уровня AL. Такое характер переходного процесса возможно связан с тем, что влияющие на сродство тропонина к кальцию конформационные изменения в функциональной группе А7TmTn, вызванные образованием поперечного мостика, имеют динамическую и стабильную конформационные фазы .

Тогда в стационарном состоянии кооперативность оказывается менее выраженной, чем непосредственно в ответ на изменение концентрации поперечных мостиков и в начале переходного процесса после этого изменения. При этом, в циклах «сокращение-расслабление» кооперативность должна вести себя как в переходном процессе (т.е. быть выраженной достаточно сильно), поскольку сокращение в этом случае происходит в ответ на короткий кальциевый переход, для которого характерна непрерывная резкая смена внутриклеточной концентрации кальция (и, соответственно, постоянно меняющаяся концентрация поперечных мостиков). С другой стороны, характеристики связи «pCa-сила» должны определяться стационарным состоянием этой кооперативности. Поэтому при малых концентрациях кальция (и, соответственно, очень низких концентрациях поперечных мостиков), пока сродство TnC к кальцию в переходных процессах не превышает AL, кооперативность в переходном процессе и в стационарном состоянии при одном и том же уровне кальция будет выражена одинаково. Однако, при больших концентрациях кальция в стационарном состоянии кооперативность будет выражена гораздо слабее, чем в переходном процессе. Поэтому можно ожидать, что кальциевая чувствительность стационарной кривой «pCa-сила» (т.е. ее сдвиг вдоль оси «pCa») в большей степени будет зависеть от концентрации поперечных мостиков, чем коэффициент кооперативности Хилла этой кривой (т.е. ее наклон). А это будет соответствовать данным de Tombe, Irving и др. [71, 74, 88, 176, 177, 261, 271]. В настоящее время гипотеза проверяется как в эксперименте, так и в математической модели. В частности, полученные нами в искусственной подвижной системе данные о влиянии разных концентраций изоформ сердечного на характеристики связи «pCa-сила»

хорошо согласуются с этой гипотезой .

Результаты нашего исследования дают основание обсудить возможный вклад изменения изоферментного состава белков сократительного аппарата сердечной мышцы в регуляцию ее сокращений при патологии .

Известно, что экспрессия изоформ сердечного миозина зависит от вида животного, его возраста и гормонального статуса [192, 220]. Так, при гипертиреозе происходит сдвиг экспрессии к изоформе V1. При гипотиреозе, а также при патологиях сердца, вызванных перегрузкой давлением, возникающим при искусственном или естественном стенозе аорты или митрального клапана, происходит сдвиг в сторону изоформы V3 [171] .

Преимущественная экспрессия гена, кодирующего медленную -цепь миозина, ведёт к уменьшению максимальной скорости сокращения сердечной мышцы и оказывает отрицательный инотропный эффект. Этот сдвиг также влияет на энергетическую экономию мышцы, т.к. мышца, содержащая медленные -тяжелые цепи миозина, генерирует напряжение более эффективно, чем мышца с более быстрыми изоформами. Из этих соображений сдвиги в содержании изоформ, происходящие в описанных выше случаях, вероятно, играют важную роль в адаптации сердечной деятельности к меняющимся условиям функционирования миокарда. Хотя замещение быстрых изоформ медленными снижает сократительную способность миокарда, замедляя среднее время цикла поперечных мостиков, оно повышает эффективность за счёт увеличения доли работы в цикле гидролиза АТФ. Таким образом, преимущественная экспрессия низкоАТФазного миозина V3 при хронической перегрузке сердца является механизмом экономии энергии, способствующим адаптации сердечной мышцы к изменению условий её функционирования [22, 171]. Наши исследования связей «pCa-сила» и «сила-скорость» показали, что изомиозин V3 обладает более высокой кальциевой чувствительностью по сравнению с изомиозином V1. Т.е. активация тонкого филамента в случае изоформы миозина V3 происходит при более низкой концентрации кальция. В условиях сердечной недостаточности это может являться еще одним способом тонкой адаптации сердечной деятельности .

Известно, что при гипертрофии сердца происходит сдвиг в экспрессии не только изоформ миозина преимущественно в сторону V3, но и изоформ тропомиозина преимущественно к -цепи. Результаты наших исследований показали, что кальциевая чувствительность связи «рСа-скорость»

значительно увеличивается в сочетании изоформы миозина V3 с изоформой тропомиозина состава (60 : 40%). Поскольку в такой мышце увеличена доля медленного изомиозина V3, то укорачивается она медленнее. Но на этом фоне максимальная скорость укорочения достигается при меньших концентрациях кальция. В этом проявляется компенсаторная роль увеличения доли -цепи тропомиозина. Несмотря на то, что наши результаты были получены в системе in vitro при постоянном уровне кальция, можно допустить, что и в сократительных циклах интактного кардиомиоцита увеличение доли -цепи тропомиозина может давать компенсаторные эффекты. Т.е. может запускаться механизм, компенсирующий замедление укорочения кардиомиоцитов с преобладающей в них изоформой V3 .

Наличие изоформ сердечного миозина – существенный фактор, определяющий механическую неоднородность сердца. Трансмуральные различия в экспрессии изоформ миозина определяют региональную неоднородность механической функции левого желудочка, регулируют генерацию силы в толще стенки желудочка и работу во время систолы [287] .

Было показано, что различия в трансмуральной экспрессии изоформ миозина в желудочке свиньи способствуют синхронизации развития напряжения в стенке желудочка, оптимизируя насосную функцию сердца. Сердечный миозин-связывающий белок С, выступая как регулятор взаимодействия миозина с актином, по-разному влияет как на кинетические характеристики изоформ сердечного миозина V1 и V3, так и на кооперативное влияние поперечных мостиков, образованных этими изоформами на активацию тонкой нити. Таким образом, сердечный миозин-связывающий белок С специфически влияет на механическую и регуляторную функции изоформ сердечного миозина и может модулировать как их адаптивный вклад в сократительную функцию сердца, так и их роль в механической неоднородности миокарда .

Недавно было выявлено [248], что во время повреждения миокарда у мышей, крыс и человека в циркулирующей крови были обнаружены Nтерминальные фрагменты С-белка, и это четко коррелировало с сократительной дисфункцией сердца. Кроме того, недавние исследования показывают, что уровень в плазме крови значительно cMyBP-C увеличивается при инфаркте миокарда как у крыс в эксперименте, так и у пациентов, указывая, что уровень cMyBP-C в плазме крови может быть потенциальным диагностическим биомаркером инфаркта миокарда [248] .

Таким образом, проведенные нами исследования позволяют сделать следующие выводы .

ВЫВОДЫ

1. При исследовании связей «рСа-скорость», «рСа-сила», «сила-скорость»

изоформ сердечного миозина методом искусственной подвижной системы обнаружено, что кооперативная зависимость кинетики кальцийтропониновых комплексов различна для изоформ сердечного миозина V1 и V3 .

2. В экспериментах на искусственной подвижной системе выявлено, что взаимодействие сердечного миозина с актин-тропомиозиновым филаментом зависит от состава как тяжёлых, так и лёгких цепей миозина;

показано наличие обоюдного влияния изоформ миозина и тропомиозина на актин-миозиновое взаимодействие, что может играть роль в поддержании эффективной работы сердечной мышцы в процессе онтогенеза и при патологических состояниях .

3. В экспериментах на искусственной подвижной системе обнаружено существенное влияние изоформ тропомиозина на кальциевую регуляцию актин-миозинового взаимодействия и рост кальциевой чувствительности связи «рСа-скорость» при увеличении изоформы тропомиозина, что может являться способом тонкой адаптивной настройки сердечной деятельности в онтогенезе и при патологии .

4. Полученные на подвижных системах in vitro результаты подтверждают регуляторную роль сердечного миозин-связывающего белка С, которая может проявляться в замедлении С-белком кинетики поперечных мостиков сердечного миозина при связи С-белка с актином .

5. В экспериментах на искусственной подвижной системе выявлено, что Cбелок специфически влияет на коэффициент кооперативности Хилла и кальциевую чувствительность связи «pCa-скорость» в зависимости от изоформ сердечного миозина V1 и V3, т.е. модулирует кооперативное влияние сильносвязанных поперечных мостиков на кальциевую активацию тонких нитей кардиомиоцитов .

6. Обоснована ключевая роль кооперативного влияния миозиновых поперечных мостиков на сродство кальций-тропониновых комплексов в качестве механизма, реализующего различный вклад изоформ сердечного миозина V1 и V3 в кальциевую регуляцию сокращений миокарда .

Практические рекомендации

1. Результаты диссертации следует использовать при разработке учебных курсов физиологии, биофизики, биомеханики в университетах .

2. Выводы диссертации могут быть использованы в кардиологии для оценки и прогноза состояний сократительной функции сердечной мышцы при гипер- и гипотиреозе, гипертрофической кардиомиопатии, вызванной перегрузкой давлением или объемом, и других патологиях сердца, сопровождающихся изменением изоформного состава сократительных и регуляторных белков .

Список сокращений АТФ – аденозинтрифосфат БСА – бычий сывороточный альбумин ДТТ – дитийотрейтол ЛММ – легкий меромиозин ПААГ – полиакриламидный гель ТМРФ – тетраметилродамин-фаллоидин ТММ – тяжелый меромиозин ТЦМ – тяжелые цепи миозина ЭДТА – этилендиамин тетрауксусная кислота ЭГТА – этиленгликоль тетрауксусная кислота A7TmTn – регуляторная группа тонкого филамента, состоящая из актина, тропомиозина и тропонинового комплекса F-актин – филаментарный актин G-актин – глобулярный актин SDS – додецил сульфат натрия TnC – тропонин C TnI – тропонин I TnT – тропонин T Xb – поперечный мостик Xb-TnC – мостико-тропониновая кооперативность CaTnC- CaTnC – тропонин-тропониновая кооперативность S1 – субфрагмент 1 миозина S2 – субфрагмент 2 миозина LC – легкие цепи миозина NEM – N-этилмалеимид pPDM – N,N-p-фенилендималеимид pCa – отрицательный десятичный логарифм концентрации кальция рCa50 – концентрация кальция, при которой достигается половина максимальной скорости/силы (кальциевая чувствительность) .

Таблица названий и обозначений аминокислот

–  –  –

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Биомеханика неоднородного миокарда / В.С. Мархасин, 1 .

Л.Б. Кацнельсон, Л.В. Никитина, Ю.Л. Проценко, С.М. Руткевич, О.Э. Соловьева, Г.П. Ясников. – Екатеринбург: УрО РАН, 1999. 253 с .

Бэгшоу К. Мышечное сокращение: пер. с англ. / К. Бэгшоу. – М.: Мир, 2 .

1985. – 128 с .

Изаков В.Я. Биомеханика сердечной мышцы / В.Я. Изаков, Г.П. Иткин, 3 .

В.С. Мархасин. – М.: Наука, 1981. – 326 с .

Исследование взаимодействия сократительных и регуляторных белков 4 .

миокарда кролика методом искусственных подвижных систем / Л.В. Никитина, Г.В. Копылова, Д.В. Щепкин, Л.Б. Кацнельсон // Биохимия. – 2008. – Т. 73, №2. – С. 219-227 .

Копылова Г.В. Исследование регуляторного влияния тропомиозина на 5 .

актин-миозиновое взаимодействие в скелетной мышце методом in vitro подвижных систем / Г.В. Копылова, Д.В. Щепкин, Л.В. Никитина // Биохимия. – 2013. – Т. 78(3). – С. 348-356 .

Корниш-Боуден Э. Основы ферментативной кинетики / Э. КорнишБоуден. – М.: Мир, 1979. – 280 с .

Курганов Б. И. Аллостерические ферменты / Б.И. Курганов. – М.:

7 .

Наука, 1978. – 248 с .

Метод оценки механических характеристик контрактильного элемента 8 .

в изолированных препаратах миокарда / В.С. Мархасин, С.М. Руткевич, Л.В. Никитина, Ю.Л. Проценко // Рос. физиол. журнал им .

И.М.Сеченова. – 1997. – T. 83(7). – C. 136-139 .

Оценка механической активности сердечных изомиозинов V1 и V3 9 .

методом искусственных подвижных систем с регулируемой тонкой нитью / Л.В. Никитина, Г.В. Копылова, Д.В. Щепкин, Л.Б. Кацнельсон // Биофизика. – 2008. – Т. 53, № 6. – С. 956-962 .

10. Поглазов Б.Ф., Левицкий Д.И. Миозин и биологическая подвижность / Б.Ф. Поглазов, Д. И. Левицкий. – М.: Наука, 1982. - 160 с .

11. Применение метода in vitro подвижных систем для исследования кальций-механической связи в скелетной и сердечной мышцах / Г.В. Копылова, Л.Б. Кацнельсон, Д.А. Овсянников, С.Ю. Бершицкий, Л.В. Никитина // Биофизика. – 2006. – Т. 51, №5. – С. 781-785 .

12. Проблема неоднородности миокарда / В.С. Мархасин, О.Э. Соловьева, Т.В. Чумарная, С.В. Сухарева // Росс. физиол. журн. им. И.М.Сеченова .

– 2009. – T.95(9). – C. 919-943 .

13. Экспериментальная модель механически неоднородного миокарда (метод дуплетов) / С.М. Руткевич, В.С. Мархасин, Л.В. Никитина, Ю.Л. Проценко // Росс. физиол. журн. им. И.М.Сеченова. – 1997. – T. 83(4) – С. 131-134 .

14. A mutant tropomyosin that causes hypertrophic cardiomyopathy is expressed in vivo and associated with an increased calcium sensitivity / R .

Bottinelli, D.A. Coviello, C.S. Redwood, M.A. Pellegrino, B.J. Maron, P .

Spirito, H. Watkins, C. Reggiani // Circ Res. – 1998. – Vol. 82(1). – P. 106A new in vitro motility assay technique to evaluate calcium sensitivity of the cardiac contractile proteins / M. Sata, H. Yamashita, S. Sugiura, H. Fujita, S. Momomura, T. Serizawa // Pflugers Arch. – 1995. – Vol. 429(3). – P. 443-445 .

16. Activation of myocardial contraction by the N-terminal domains of myosin binding protein-C / T.J. Herron, E. Rostkova, G. Kunst, R. Chaturvedi, M. Gautel, J. C. Kentish // Circ. Res, 2006. – Vol. 98. – P. 1290-1298 .

17. Activation sequence as a key factor in spatio-temporal optimization of myocardial function / O. Solovyova, LB Katsnelson, P Konovalov, O. Lookin, AS Moskvin, YuL Protsenko, N Vikulova, P Kohl, VS Markhasin // Phil Transact R Soc Lond, Ser A (Math Phys Eng Sci.). – 2006. – Vol. 364(1843). – P. 1367-83 .

18. Ali L.F. Push and pull of tropomyosin's opposite effects on myosin attachment to actin. A chimeric tropomyosin host-guest study / L.F. Ali, J.M. Cohen, L.S. Tobacman // Biochemistry. – 2010. – Vol. 49(51). – P. 10873-10880 .

19. Allen D.G. The effects of muscle length on intracellular calcium transients in mammalian cardiac muscle / D.G. Allen, S. Kurihara // J Physiol. – 1982 .

– Vol. 327. – P. 79-94 .

20. Allen T.S. Ca(2+)-dependence of structural changes in troponin-C in demembranated fibers of rabbit psoas muscle / T.S. Allen, L.D. Yates, A.M. Gordon // Biophys J. – 1992. – Vol. 61(2). P. – 399-409 .

21. Alpert N.R. in Perspectives in cardiovascular reseach (Alpert N.R. ed.) / N.R. Alpert, L.A. Mulieri. – New York: Raven press, 1983. – Vol. 7. – P. 619-630 .

22. Alpert N.R. Myocardial chemo-energy transduction / N.R. Alpert, L.A .

Mulieri, G. Hasenfuss // The heart and cardiovascular system. – 2nd ed. – New York: Raven Press. 1991. – P. 111-128 .

23. Altered myosin isozyme patterns from pressure-overloaded and thyrotoxic hypertrophied rabbit hearts / R.Z. Litten, B.J. Martin, R.B. Low, N.R. Alpert // Circ Res. – 1982. – Vol. 50(6). – P. 856-864 .

24. Altringham J.D. The pCa-tension and force-velocity characteristics of skinned fibres isolated from fish fast and slow muscles / J.D. Altringham, I.A. Johnston // J Physiol. – 1982. – Vol. 333. – P. 421-449 .

25. An Atomic Model of the Thin Filament in the Relaxed and Ca2+ -Activated States / A. Pirani, M. V. Vinogradova, P. M. G. Curmi, W. A. King, R.J. Fletterick, R. Craig, L. S. Tobacman, C. Xu, V. Hatch and W. Lehman // J Mol Biol. – 2006. – Vol. 357. – P. 707-717 .

26. Analysis of force-velocity relationship in cardiac muscle by means of mathematical modeling / L.B. Katsnelson, V.S. Markhasin, L.V. Nikitina, M.V. Ryvkin // Journal of Muscle Research and Cell Motility. – 1997. – V.18, – P. 228 .

27. Analysis of Myosin Heavy Chain Functionality in the Heart / M. Krenz, A .

Sanbe, F. Bouyer-Dalloz, J. Gulick, R. Klevitsky, T. E. Hewett, H. E .

Osinska, J. N. Lorenz, C. Brosseau, Federico, N. R. Alpert, D. M. Warshaw, M. B. Perryman, S. M. Helmke, J. Robbins // J Biol Chem. – 2003. – Vol .

278. – P. 17466-17474 .

28. Antzelevitch, C. Electrical heterogeneity within the ventricular wall / C. Antzelevitch, Fish // Basic Res. Cardiol. – 2001. – Vol. 96(6). – P. 517– 527 .

29. Ashkin A. Optical trapping and manipulation of viruses and bacteria / A. Ashkin, J.M. Dziedzic // Science. – 1987. – Vol. 235. – P. 1517-1520 .

30. Assessment of the effect of cardiac myosin binding protein-C on «рСаvelocity» relationship obtained in an in vitro motility assay / D.V. Shchepkin, G.V. Kopylova, B.Y. Bershitsky, L.V. Nikitina // J Gen Phys. – 2009. – Vol. 134 – 1a-2a .

31. Awan M.Z. Energetics of the development and maintenance of isometric tension by mammalian fast and slow muscles / M.Z. Awan, G.J. Goldspink // Mechanochem Cell Motil. – 1972. – Vol. 1. – P. 97-108 .

32. Banerjee S.K. Actin-activated adenosine triphosphatase activity of native and N-ethylmaleimide-modified cardiac myosin from normal and thyrotoxic rabbits / S.K Banerjee, E. Morkin // Circ Res. – 1977. –Vol. 41 .

– P. 630-634. 26 .

33. Banerjee S.K. Enzymatic properties of the heavy meromyosin subfragment of cardiac myosin from normal and thyrotoxic rabbits / S.K. Banerjee, E.G. Kabbas, E. Morkin // J Biol Chem. – 1977. – Vol. 252(19). – P. 6925Barany M: ATPase activity of myosin correlated with speed of muscle shortening / M Barany // J Gen Physiol. – 1967. – Vol. 50. – P. 197 .

35. Barefield D. Phosphorylation and function of cardiac myosin binding protein-C in health and disease / D. Barefield, S. Sadayappan // J. Mol .

Cell. Cardiol, 2010. – Vol.48. – P. 866 – 875 .

36. Beta-tropomyosin overexpression induces severe cardiac abnormalities / M. Muthuchamy, G.P. Boivin, I.L. Grupp, D.F. Wieczorek // J. Mol. Cell .

Cardiol. – 1998. – Vol. 30. – P. 1545–1557 .

37. Bing W. A simple method for measuring the relative force exerted by myosin on actin filaments in the in vitro motility assay: evidence that tropomyosin and troponin increase force in single thin filaments / W. Bing, A. Knott, S. Marston // Biochem J. – 2000. – Vol. 350. – P. 693-699 .

38. Bottinelli R Force-velocity relations and myosin heavy chain isoform compositions of skinned fibres from rat skeletal muscle / R. Bottinelli, S. Schiaffino, C. Reggiani // J Physiol. – 1991. – Vol. 437. – P. 655-672 .

39. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding / M.M. Bradford // Anal Biochem. – 1976. – V. 7(72. – P. 248-254 .

40. Brandt P.W. The thin filament of vertebrate skeletal muscle co-operatively activates as a unit / P.W. Brandt, M.S. Diamond, F.H. Schachat // J Mol Biol. – 1984. – 180(2). – P. 379-384 .

41. Bremel R.D. Cooperation within actin filament in vertebrate skeletal muscle / R.D. Bremel, A. Weber // Nat New Biol. – 1972. – Vol. 238(82). – P. 97Bryant S.M. Regional differences in electrical and mechanical properties of myocytes fromguinea-pig hearts with mild left ventricular hypertrophy / S.M. Bryant, S.J. Shipsey, G. Hart // Cardiovasc. Res. – 1997. – Vol. 35 – P. 315–323 .

43. Butters C.A. Cooperative effect of calcium binding to adjacent troponin molecules on the thin filament-myosin subfragment 1 MgATPase rate / C.A. Butters, J.B. Tobacman, L.S. Tobacman // J Biol Chem. – 1997. – Vol .

272(20). – P. 13196-13202 .

44. Ca2+-regulated structural changes in troponin / M.V. Vinogradova, D.B. Stone, G.G. Malanina, C. Karatzaferi, R. Cooke, R. A. Mendelson, R.J. Fletterick // Proc Natl Acad Sci USA. – 2005. – Vol. 102. – P. 5038Ca2+ regulation of rabbit skeletal muscle thin filament sliding: role of crossbridge number / B. Liang, Y. Chen, C.K Wang., Z. Luo., M. Regnier, A.M. Gordon, P.B. Chase // Biophys J. – 2003. – Vol. 85. – P. 1775-1786 .

46. Calcium regulation of skeletal muscle thin filament motility in vitro / A.M. Gordon, M.A. LaMadrid, Y. Chen, Z. Luo, P.B.Chase // Biophys J. – 1997. – Vol. 72, 3. – P. 1295-1307 .

47. Calcium regulation of thin filament movement in an in vitro motility assay / E. Homsher, B. Kim, A. Bobkova, L.S. Tobacman // Biophys J. – 1996. – Vol. 70, 4. – P. 1881-1892 .

48. Calcium-activated muscle from hypertrophied rabbit hearts. Mechanical and correlated biochemical changes / D. Maughan, E. Low, R. Litten, J. Brayden, N. Alpert // Circ Res. – 1979. –Vol. 44. – P. 279-287. 29

49. Cantino M.E. Subsarcomeric distribution of calcium in demembranated fibers of rabbit psoas muscle / M.E. Cantino, T.S. Allen, A.M. Gordon // Biophys J. – 1993. – Vol. 64(1). – P. 211-222 .

50. Cardiac myosin binding protein c phosphorylation is cardioprotective / S. Sadayappan, H. Osinska, R. Klevitsky, J. N. Lorenz, M. Sargent, J.D. Molkentin, C.E. Seidman, J.G. Seidman, and J. Robbins // PNAS. Vol. 103. – P. - 16918 –16923 .

51. Cardiac myosin binding protein-C is a potential diagnostic biomarker for myocardial infarction / S. Govindan, A. McElligott S. Muthusamy, N. Nair, D. Barefield, J.L. Martin, E. Gongora, K.D. Greis, P.K. Luther, S. Winegrad, K.K. Henderson, S.J Sadayappan // Mol Cell Cardiol. – 2012. – Vol. 52(1) .

– P. 154-64 .

52. Cardiac myosin binding protein-C modulates actomyosin binding and kinetics in the in vitro motility assay / W. Saber, K.J. Begin, D.M. Warshaw, P. VanBuren // J. Mol. Cell. Cardiol. – 2008. – Vol. 44. – P. 1053-1061 .

53. Cardiac Myosin Binding Protein-C Phosphorylation in a -Myosin Heavy Chain Background / S. Sadayappan, J. Gulick, R. Klevitsky, J.N. Lorenz, M. Sargent, J.D. Molkentin, J. Robbins // Circulation. – 2009. – Vol. 119. – P. 1253-1262 .

54. Cardiac myosin missense mutations cause dilated cardiomyopathy in mouse models and depress molecular motor function / J.P. Schmitt, E.P. Debold, F. Ahmad, A. Armstrong, A. Frederico, D.A. Conner, U. Mende, M. J .

Lohse, D. Warshaw, C. E. Seidman, J. G. Seidman // Proc Natl Acad Sci USA. – 2006. – Vol. 103. – P. 14525-14530 .

55. Cardiac myosin-binding protein C decorates F-actin: implications for cardiac function / A.E. Whitten, C.M. Jeffries, S.P. Harris, J. Trewhella // PNAS. – 2008. - Vol. 105. – P. 18360–18365 .

56. Cardiac myosin binding protein-c unique single molecule binding to actin and phosphorylationdependent inhibition of actomyosin motility requires 17 amino acids of the motif domain / A.Weith, S. Sadayappan, J. Gulick, M.J. Previs, P.VanBuren, J. Robbins, D.M. Warshaw // J Mol Cell Cardiol .

– 2012. - Vol. 52(1). – P. 219–227 .

57. Cardiac myosin-binding protein C is required for complete relaxation in intact myocytes / L. Pohlmann, I. Kroger, N. Vignier, S. Schlossarek, E. Kramer, C. Coirault, K.R. Sultan, A. El-Armouche, S. Winegrad, T. Eschenhagen, L. Carrier // Circ. Res. – 2007. – Vol. 101 – P. 928-938 .

58. Cardiac myosin-binding protein C modulates the tuning of the molecular motor in the heart / Y.Lecarpentier, N. Vignier, P. Oliviero, A. Guellich, L. Carrier, C. Coiraulty // J. Biophys, 2008. – Vol. 77. – P. 720-728 .

59. Cardiac troponin T isoforms demonstrate similar effects on mechanical performance in a regulated contractile system / P. VanBuren, S.L. Alix, J.A. Gorga, K.J. Begin, M.M. LeWinter, N.R. Alpert // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2002. – Vol. 282(5). – P. 1665-1671 .

60. Cardiac V1 and V3 myosins differ in their hydrolytic and mechanical activities in vitro / P. VanBuren, D.E. Harris, R.A. Norman, D.M. Warshaw // Circ Res. – 1995. – Vol. 77. – P. 439-444 .

61. Carnes C. A. Age-dependent changes in contraction and regional myocardial myosin heavy chain isoform expression in rats / C.A. Carnes, T.P. Geisbuhler, P.J. Reiser // J Appl Physiol. – 2004. – Vol. 97. – P. 446Cazorla O. Length-tension relationships of sub-epicardial and subendocardial single ventricular myocytes from rat and ferret hearts / O. Cazorla, J.Y. Le Guennec, E. White // J. Mol. Cell Cardiol. – 2000. – Vol. 32(5) – P. 735–744

63. Chandy I.K. Differential mobility of skeletal and cardiac tropomyosin on the surface of F-actin / I.K.Chandy, J.C. Lo, R.D. Ludescher // Biochemistry. – 1999. – Vol. 38. – P. 9286–9294 .

64. Comparison of myosin heavy chains in atria and ventricles from hyperthyroid, hypothyroid, and euthyroid rabbits / R.A. Chizzonite, A.W. Everett, G. Prior R. Zak // J Biol Chem. – 1984. – Vol. 259. – P. 15564-15571 .

65. Comparison of unitary displacements and forces between 2 cardiac myosin isoforms by the optical trap technique: molecular basis for cardiac adaptation / S. Sugiura, N. Kobayakawa, H. Fujita, H. Yamashita, S. Momomura, S. Chaen, M. Omata, H. Sugi // Circ Res. – 1998. – Vol. 82 .

– P. 1029-1034

66. Cooke R. The effects of ADP and phosphate on the contraction of muscle fibers / R. Cooke, E. Pate // Biophys J. – 1985. – Vol. 48(5). – P. 789-798 .

67. Cooperative binding to the Ca -specific sites of troponin C in regulated actin and actomyosin / Z. Grabarek, J. Grabarek, P.C. Leavis, J. Gergely // J Biol Chem. – 1983. – Vol. 258, №23. – P. 14098-14102 .

68. Cooperative effects due to calcium binding by troponin and their consequences for contraction and relaxation of cardiac muscle under various conditions of mechanical loading / V. Izakov, L.B. Katsnelson, F.A. Blyakhman, V.S. Markhasin, T.F. Shklyar // Circ Res. – 1991. – Vol .

69, №5. – P. 1171-1184 .

69. Cooperative interactions between troponin-tropomyosin units extend the length of the thin filament in skeletal muscle / P.W. Brandt, M.S. Diamond,

J.S. Rutchik, F.H. Schachat // J Mol Biol. – 1987. – Vol. 195(4). – P. 885Coronary perfusion and muscle lengthening increase cardiac contraction:

different stretch-triggered mechanisms / R.R.Lamberts, M.H.P. van Rijen, P. Sipkema, P. Fransen, S.U. Sys, N. Westerhof // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2002. – Vol. 283. – P. H1515–H1522 .

71. Cross-bridge versus thin filament contributions to the level and rate of force development in cardiac muscle / M. Regnier, H. Martin, R.J. Barsotti, A.J. Rivera, D.A. Martyn, E. Clemmens // Biophys J. – 2004. – Vol. 87(3). – P. 1815-1824 .

72. Danzi S. Posttranscriptional regulation of myosin heavy chain expression in the heart by triiodothyronine / S. Danzi and I. Klein // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2005. – Vol. 288. – P. 455-460 .

73. De Clerck N.M. Force velocity relations of single cardiac muscle cells:

calcium dependency / N.M. De Clerck, V.A. Claes, D.L. Brutsaert // J Gen Physiol. – 1977. – Vol. 69(2). – P. 221-241 .

74. De Tombe P.P. Cardiac myofilaments: mechanics and regulation / P.P De Tombe. // J Biomechanics. – 2003. – Vol. 36. – P. 721–730 .

75. Defective intracellular Ca2+ signaling contributes to cardiomyopathy in Type 1 diabetic rats / K.M. Choi, Y. Zhong, B.D. Hoit, I.L. Grupp, H. Hahn, K.W. Dilly, S. Guatimosim, W.J. Lederer, and M.A. Matlib // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2002. – Vol. 283. – P. 1398-1408 .

76. Developmental changes in contractility and sarcomeric proteins from the early embryonic to the adult stage in the mouse heart / S. Siedner, M. Kruger, M. Schroeter, D. Metzler, W. Roell, B.K. Fleischmann, J. Hescheler, G. Pfitzer, R. Stehle // J Physiol. – 2003. – Vol. 548. – P. 493Diabetes and the accompanying hyperglycemia impairs cardiomyocyte calcium cycling through increased nuclear O-GlcNAcylation / R.J. Clark, P.M. McDonough, E. Swanson, S.U. Trost, M. Suzuki, M. Fukuda, W.H. Dillmann // J Biol Chem. – 2003. – Vol. 278. – P. 44230-44237 .

78. Different positions of tropomyosin isoforms on actin filament are determined by specific sequences of end-to-end overlaps / M. Sliwinska, M. Zukowska, D. Borys, J. Moraczewska // Cytoskeleton (Hoboken). – 2011. – Vol. 68. – P. 300–312 .

79. Different regional effects of voluntary exercise on the mechanical and electrical properties of rat ventricular myocytes / A.J. Natali, L.A. Wilson, M. Peckham, D.L. Turner, S.M. Harrison, E. White // J. Physiol. – 2002. – Vol. 541. – P. 863–875 .

80. Differential cross-bridge kinetics of FHC myosin mutations R403Q and R453C in heterozygous mouse myocardium / B.M. Palmer, D.E. Fishbaugher, J.P. Schmitt, Y. Wang, N.R. Alpert, C.E. Seidman, J.G. Seidman, P. VanBuren, D.W. Maughan // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2004. – Vol. 287. – P. 91-99 .

81. Differential interaction of cardiac, skeletal muscle, and yeast tropomyosins with fluorescent (pyrene235) yeast actin / W. Chen, K.K. Wen, A.E. Sens, P.A. Rubenstein // Biophys. J. – 2006. – Vol. 90. – P. 1308–1318 .

82. Dilated cardiomyopathy mutant tropomyosin mice develop cardiac dysfunction with significantly decreased fractional shortening and myofilament calcium sensitivity / S. Rajan, R.P. Ahmed, G. Jagatheesan, N. Petrashevskaya, G.P. Boivin, D. Urboniene, G.M. Arteaga, B.M. Wolska, R.J. Solaro, S.B. Liggett, D.F. Wieczorek // Circ. Res. – 2007. – Vol. 101. – P. 205–214 .

83. Dillman W.H. Cardiac hypertrophy and thyroid hormone signaling rat / W.H. Dillman // Heart Fail Rev. – 2010. – Vol. 15. – P. 125-132 .

84. Dillman W.H. Diabetes mellitus induces changes in cardiac myosin of the rat / W.H. Dillman // Diabetes. – 1980. – Vol. 29. – P. 579-582 .

85. Dissociation of force decline from calcium decline by preload in isolated rabbit myocardium / M.M. Monasky, K.D. Varian, J.P. Davis, P.M.L. Janssen // Pflug Arch. – 2008. – Vol. 456. – P. 267–276 .

86. Distribution and Structure-Function Relationship of Myosin Heavy Chain Isoforms in the Adult Mouse Heart / M. Krenz, S. Sadayappan, H.E. Osinska, J. A. Henry, S. Beck, D.M. Warshaw, J. Robbins // J Biol Chem. – 2007. – Vol. 282. – P. 24057-24064 .

87. Distribution of myosin isozymes within single cardiac cells. An immunohistochemical study / J.L. Samuel, L. Rappoport, J.J. Mercadier, A.M. Lompre, S. Sartore, C. Triban, S. Schiaffino, K. Schwartz // Circ Res .

– 1983. – Vol. 52. – P. 200-209 .

88. Dobesh D.P. Cooperative activation in cardiac muscle: impact of sarcomere length / D.P. Dobesh, J.P. Konhilas, P.P. de Tombe // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2002. – Vol. 282. – P. H1055–H1062 .

89. Donaldson S.K. Characterization of the effects of Mg21 on Ca21 and Sr21activated tension generation of skinned skeletal muscle fibers / S.K. Donaldson, W.G. Kerrick // J. Gen. Physiol. – 1975. – Vol. 66. – P. 427-444 .

90. Dual role of tropomyosin on chemically modified actin filaments from skeletal muscle / H. Honda, Y. Kitano, K.Hatori, Matsuno // FEBS Lett. – 1996. – Vol. 383. – P. 55–58 .

91. Dynamic interaction between cardiac myosin isoforms modifies velocity of actomyosin sliding in vitro / M. Sata, S. Sugiura, H. Yamashita, S. Momomura, T. Serizawa // Circ Res. – 1993. – Vol. 73. – P. 696-704 .

92. E93K charge reversal on actin perturbs steric regulation of thin filaments / A. Cammarato, R. Craig, J.C. Sparrow, W Lehman // J Mol Biol. – 2005. – Vol. 47(5). – P. 89-94 .

93. Edman K.A. Non-hyperbolic force-velocity relationship in single muscle fibres / K.A. Edman, L.A. Mulieri, B. Scubon-Mulieri // Acta Physiol Scand .

– 1976. –Vol. 98(2). – P. 143-156 .

94. Edman KA. The velocity of unloaded shortening and its relation to sarcomere length and isometric force in vertebrate muscle fibres / K.A. Edman // J Physiol. – 1979. – Vol. 291. – P. 143-59 .

95. Edman, K.A.P. Relationships between force and velocity of shortening in rabbit papillary muscle / K.A. Edman, E. Nilsson // Acta Physiol. Scand. – 1972. – Vol. 85. – P. 488-500 .

96. Effect of cross-bridge kinetics on apparent Ca2+ sensitivity / P.W. Brandt, R.N. Cox, M. Kawai, T. Robinson // J Gen Physiol. – 1982. – Vol. 79(6). – P. 997-1016 .

97. Effects of cardiac myosin binding protein-C on the mechanical interaction of cardiac isomyosins V1 and V3 with actin filament in an in vitro motility assay and optical tweezers / D.V. Shchepkin, G.V. Kopylova, S.R. Nabiev, L.V. Nikitina // Journal of Muscle Research and Cell Motility. – 2014. – 35(1). – P. 143 .

98. Effects of cardiac myosin binding protein-C on the regulation of interaction of cardiac myosin with thin filament in an in vitro motility assay / D.V. Shchepkin, G.V. Kopylova, L.V. Nikitina, L.B. Katsnelson, S.Y. Bershitsky // Biochemical and Biophysical Research Communications .

– 2010. – Vol. 401. – P. 159-163 .

99. Effects of cardiac myosin isoform variation on myofilament function and crossbridge kinetics in transgenic rabbits / T. Suzuki, B.M. Palmer, J. James, Y. Wang, Z. Chen, P. VanBuren, D.W. Maughan, J. Robbins, M.M. LeWinter // Circ Heart Fail. – 2009. – Vol. 2(4). – P. 334-41 .

100. Effects of mechanical interaction between two rabbit cardiac muscles connected in parallel / V.S. Markhasin, L.V. Nikitina, S.M. Routkevich, L.B. Katsnelson, B.A. Schroder, B.B. Keller // General Physiology & Biophysics – 2002. – Vol. 21. – P. 277-301 .

101. Effects of myosin heavy chain isoform switching on Ca2+-activated tension development in single adult cardiac myocytes / J.M. Metzger, P.A. Wahr, D.E. Michele, F. Albayya, M.V. Westfall // Circ Res. – 1999. – Vol. 11. – P. 1310-1317 .

102. Effects of the N-terminal domains of myosin binding protein-C in an in vitro motility assay: evidence for long-lived cross-bridges / M.V. Razumova, J.F. Shaffer, A.Y. Tu, G.V. Flint, M. Regnier, S.P. Harris // J. Biol. Chem. – 2006. – Vol.281. – P. 35846-35854 .

103. Effects of tropomyosin internal deletions on thin filament function / C. Landis, N. Back, E. Homsher, L.S. Tobacman // J. Biol. Chem. – 1999. – Vol.274. – P. 31279–31285

104. Eichhorn E.J. Medical therapy can improve the biological properties of the chronically failing heart. A new era in the treatment of heart failure / E.J. Eichhorn, M.R. Bristow // Circulation. – 1996. – Vol. 94(9). – P. 2285Eisenberg B.R. Transmural distribution of isomyosin in rabbit ventricle during maturation examined by immunofluorescence and staining for calcium-activated adenosine triphosphatase / B.R. Eisenberg, J.A. Edwards, R. Zak // Circ Res. – 1985. – Vol. 56(4). – P. 548-555 .

106. Eisenberg E. A cross-bridge model of muscle contraction / E. Eisenberg, T.L. Hill // Prog Biophys Mol Biol. – 1978. – Vol. 33(1). – P.55-82 .

107. Eisenberg E. The adenosine triphosphatase activity of acto-heavy meromyosin. A kinetic analysis of actin activation / E. Eisenberg, C. Moos // Biochemistry. – 1968. – Vol. 7(4). – P.1486-1489 .

108. Energetics of isometric force development in control and volume-overload human myocardium. Comparison with animal species / G. Hasenfuss, L.A. Mulieri, E.M. Blanchard, C. Holubarsch, B.J. Leavitt, F. Ittleman, N.R. Alpert // Circ. Res. – 1991. – Vol. 68. – P. 836-846 .

109. EUROGENE Heart Failure Project. Hypertrophic cardiomyopathy:

Distribution of disease genes, spectrum of mutations, and implications for amolecular diagnosis strategy / P. Richard, P. Charron, L. Carrier, C. Ledeuil, T. Cheav, C. Pichereau, A. Benaiche, R. Isnard, O. Dubourg, M. Burban, J.P. Gueffet, A. Millaire, M. Desnos, K. Schwartz, B. Hainque, M. Komajda // Circulation. – 2003. – Vol.107. – P. 2227Expression of the beta (slow)-isoform of MHC in the adult mouse heart causes dominant-negative functional effects / J.C. Tardiff, T.E. Hewett, S.M. Factor, K.L. Vikstrom, J. Robbins, L.A. Leinwand // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2000. – Vol. 278(2). – P. 412-419 .

111. Fiber orientation in the canine left ventricle during diastole and systole / D.D. Streeter, H.M. Spotnitz, D.P. Patel, J. Ross, E.H. Sonnenblick // Circ Res. – 1969. – Vol. 24(3). – P. 339-347 .

112. Finer J.T. Single myosin molecule mechanics: piconewton forces and nanometre steps / J.T. Finer, R.M. Simmons, J.A. Spudich // Nature. – 1994 .

– Vol. 368. – P. 113-118 .

113. Fitzsimons D.P. Role of myosin heavy chain composition in kinetics of force development and relaxation in rat myocardium / D.P. Fitzsimons, J. R .

Patel, R. L. Moss // J Physiol. – 1998. – Vol.513. - P. 171-183 .

114. Fitzsimons, D.P. Aging dependent depression in the kinetics of force development in rat skinned myocardium / D.P. Fitzsimons, J.R. Patel, R.L. Moss // Am. J. Physiol. – 1999. – Vol. 276. – P. 1511-1519 .

115. Fluorescence depolarization of actin filaments in reconstructed myofibers:

the effect of S1 or pPDM-S1 on movements of distinct areas of actin / Y.S. Borovikov, I.V. Dedova, C.G. dos Remedios, N.N. Vikhoreva, P.G. Vikhorev, S.V. Avrova, T.L. Hazlett, B.W. Van Der Meer // Biophys .

J. – 2004. – Vol. 86. – P. 3020–3029 .

116. Fluorescence probing of yeast actin subdomain 3/4 hydrophobic loop 262Actin-actin and actin-myosin interactions in actin filaments. / L. Feng, E. Kim, W.L. Lee, C.J. Miller, B. Kuang, E. Reisler, P.A. Rubenstein. // J Biol Chem. – 1997. – Vol. 272(27). – P. 16829-16837 .

117. Force regulation by Ca2+ in skinned single cardiac myocytes of frog / P.W. Brandt, F. Colomo, N. Piroddi, C. Poggesi, C. Tesi // Biophys J. – 1998. – Vol. 74(4). –P. 1994-2004 .

118. Force-velocity relations of rat cardiac myosin isozymes sliding on algal cell actin cables in vitro / S. Sugiura, H. Yamashita, M. Sata, S. Momomura, T. Serizawa, K. Oiwa, S. Chaen, T. Shimmen, H. Sugi // Biochim Biophys Acta. – 1995. – Vol. 1231(1). – P. 69-75 .

119. Foth B.J. New insights into myosin evolution and classification / B.J. Foth, M.C. Goedecke, D. Soldati // Proc Natl Acad Sci U S A. – 2006. – Vol .

103(10). – P. 3681-3686 .

120. Fraser I.D. In vitro motility analysis of actin-tropomyosin regulation by troponin and calcium / I.D. Fraser, S.B. Marston // J Biol Chem. – 1995. – Vol. 270. – P. 7836-7841 .

121. Fuchs F. D. Length-dependent Ca2+ activation in cardiac muscle: some remaining questions / F. Fuchs, D. Martyn // J of Mus Res and Cell Motil. – 2005. – Vol. 26(4-5). – P. 199-212 .

122. Fuchs F. Force, length, and Ca(2+)-troponin C affinity in skeletal muscle / F. Fuchs, Y.P. Wang // Am J Physiol. – 1991. – Vol. 261(5 Pt 1). – P. 787Fuchs F. Sarcomere length versus interfilament spacing as determinants of cardiac myofilament Ca2+ sensitivity and Ca2+ binding / F. Fuchs, Y.P. Wang // J of Mol and Cell Cardiology. – 1996. – Vol. 28. – 1375–1383 .

124. Fuchs F. The binding of calcium to glycerinated muscle fibers in rigor. The effect of filament overlap / F. Fuchs // Biochim Biophys Acta, 1977. – Vol .

491(2). – P. 523-531 .

125. Funatsu T. Structural and functional reconstitution of thin filaments in skeletal muscle / T. Funatsu, T. Anazawa, S. Ishiwata // J Muscle Research and Cell Motility. – 1994. – Vol.15. – P. 158-171 .

126. Functional analysis of a unique troponin c mutation, GLY159ASP, that causes familial dilated cardiomyopathy, studied in explanted heart muscle / E.C. Dyer, A.M Jacques, A.C. Hoskins, D.G. Ward, C.E. Gallon, A.E. Messer, J.P. Kaski, M. Burch, J.C. Kentish, S.B. Marston // Circ Heart Fail. – 2009. – Vol. 2(5). – P. 456-64 .

127. Functional differences between the N-terminal domains of mouse and human myosin binding protein-C / J.F. Shaffer, P. Wong, K.L. Bezold, S.P. Harris // J. Biomed. Biotechnol. 2010. – Vol.5. – P. 789–798 .

128. Functional effects of a tropomyosin mutation linked to FHC contribute to maladaptation during acidosis / K.A. Sheehan, G.M. Arteaga, A.C. Hinken, F.A. Dias, C. Ribeiro, D.F. Wieczorek, R.J. Solaro, B.M. Wolska // J. Mol .

Cell. Cardiol. – 2011. – Vol. 50. – P. 442–450 .

129. Functional, structural, and dynamic basis of electrical heterogeneity in healthy and diseased cardiac muscle: implications for arrhythmogenesis and anti-arrhythmic drug therapy / R. Wolk, S.M. Cobbe, M.N. Hicks, K.A. Kane // Pharmacol. Ther. – 1999. – Vol. 84(2). – P. 207–231 .

130. Geeves M.A. Structural mechanism of muscle contraction / M.A. Geeves and K.C. Holmes // Annu. Rev. Biochem. – 1999. – Vol. 68. – P. 687–728 .

131. Gibson L.M. Contractile activation properties of ventricular myocardium from hypothyroid, euthyroid and juvenile rats / L.M. Gibson, I.R. Wendt, D.G. Stephenson // Pflugers Arch. – 1992. – Vol. 422(1). – P. 16-23 .

132. Giulian G.G. Improved methodology for analysis and quantitation of proteins on one-dimensional silver-stained slab gels / G.G. Giulian, R.L. Moss, M.Greaser // Anal Biochem. – 1983. – Vol. 129, № 2. – P. 277Godt R.E. Influence of osmotic compression on calcium activation and tension in skinned muscle fibers of the rabbit / R.E. Godt,, W.M. Maughan // Pflug Arch. – 1995. – Vol. 391. – P. 334-337 .

134. Gordon A.M. Regulation of contraction in striated muscle / A.M. Gordon, E. Homsher, M. Regnier // Physiol Rev. – 2000. – Vol. 80. – P. 853-924 .

135. Gordon A.M. Skeletal and cardiac muscle contractile activation:

tropomyosin "rocks and rolls" / A.M. Gordon, M. Regnier, E. Homsher // News Physiol Sci. – 2001. – Vol. 16. – P. 49-55 .

136. Gordon A.M.The variation in isometric tension with sarcomere length in vertebrate muscle fibres / A.M. Gordon, A.F. Huxley, F.J. Julian // J Physiol .

– 1966. – Vol. 184(1). – P. 170-192 .

137. Gorga J.A. Activation of the calcium-regulated thin filament by myosin strong binding // J.A. Gorga, D.E. Fishbaugher, P. VanBuren // Biophys J. – 2003. – Vol. 85(4). – P. 2484-2491 .

138. Greenberg M.J. The molecular basis of frictional loads in the in vitro motility assay with applications to the study of the loaded mechanochemistry of molecular motors / M.J. Greenberg, J.R. Moore // Cytoskeleton (Hoboken). – 2010. – Vol. 67(5). – P. 273-285 .

139. Gruen M. Mutations in beta-myosin S2 that cause familial hypertrophic cardiomyopathy (FHC) abolish the interaction with the regulatory domain of myosin-binding protein-C / M. Gruen, M. Gautel // J. Mol .

Biol. – 1999. – Vol. 286. – P. 933-949 .

140. Gth K. Effect of rigor and cycling cross-bridges on the structure of troponin C and on the Ca2+ affinity of the Ca2+-specific regulatory sites in skinned rabbit psoas fibers / K. Gth, J.D. Potter // J Biol Chem. – 1987. – Vol. 262(28). – P. 13627-13635 .

141. Haeberle J.R. Are actin filaments moving under unloaded conditions in the in vitro motility assay? / J.R. Haeberle, M.E. Hemric // Biophys J. – 1995. – Vol. 68(4 Suppl). – P. 306-310 .

142. Harris D.E. Smooth and skeletal muscle myosin both exhibit low duty cycles at zero load in vitro / D.E. Harris, D.M. Warshaw //J Biol Chem. – 1993. – Vol. 268(20). – P. 14764-14768 .

143. Hartzell H.C. Effects of Phosphorylated and Unphosphorylated Cprotein on Cardiac Actomyosin ATPase / H.C. Hartzell // J. Mol. Biol. – 1985. – Vol. 186. – P. 185-95 .

144. Hartzell H.C. Phosphorylation of purified cardiac muscle Cprotein by purified cAMP-dependent and endogenous Ca2+-calmodulin dependent protein kinases / H.C. Hartzell, D.B. Glass // J. Biol. Chem. – 1984. – Vol. 259. – P. 15587–15596 .

145. Hennekes R. Why does the cardiac force-velocity relationship not follow a Hill hyperbola? Possible implications of feedback loops involved in cardiac excitation-contraction coupling / R. Hennekes, R. Kaufmann, R. Steiner // Basic Res Cardiol. – 1978. – Vol. 73(1). – P. 47-67 .

146. Herron T.J. Loaded shortening and power output in cardiac myocytes are dependent on myosin heavy chain isoform expression / T.J. Herron, F.S. Korte, K.S. McDonald // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2001. – Vol. 281(3). – P. 1217-1222 .

147. Herron T.J. Small amounts of alpha-myosin heavy chain isoform expression significantly increase power output of rat cardiac myocyte fragments / T.J .

Herron, K.S. McDonald // Circ Res. – 2002. – Vol. 90(11). – P. 1150-1152 .

148. Heterogeneity of myosin isozyme content of rabbit heart / R.Z. Litten, B.J. Martin, R.H. Buchthal, R. Nagai, R.B. Low, N.R. Alpert // Circ Res. – 1985. – Vol. 57. – P. 406-414 .

149. Hill A.V. The heat of shortening and the dynamic constants of muscle / A.V. Hill // Proc. R. Soc. London. Ser. B. – 1938. – V. 126. – P. 136-195 .

150. Hofmann P.A. Alterations in Ca2+ sensitive tension due to partial extraction of C-protein from rat skinned cardiac myocytes and rabbit skeletal muscle fibers / P.A.Hofmann, H.C Hartzell, R.L Moss // J. Gen .

Physiol. – 1991. – Vol. 97. – P. 1141-1163 .

151. Hofmann P.A. Evidence for a force-dependent component of calcium binding to cardiac troponin C / P.A. Hofmann, F. Fuchs // Am J Physiol. – 1987. – Vol. 253(4 Pt 1). – P. 541-546 .

152. Hoh J.F.Y. Electrophoretic analysis of multiple forms of rat cardiac myosin:

effect of hypophysectomy and thyroxine replacement / J.F.Y. Hoh, P.A. McGrath, P. Hale // J of Mol and Cell Cardiol. – 1977. – Vol. 10. – P .

1053-1076 .

153. Homsher E. Factors affecting movement of F-actin filaments propelled by skeletal muscle heavy meromyosin / E. Homsher, F. Wang, J.R. Sellers // Am J Physiol. – 1992. – Vol. 262. – P. 714-723 .

154. Honda H. Calcium-triggered movement of regulated actin in vitro. A fluorescence microscopy study / H. Honda, S. Asakura // J Mol Biol. – 1989 .

– Vol. 205(4). – P. 677-683 .

155. Human cardiac myosin heavy chain isoforms in fetal and failing adult atria and ventricles / P.J. Reiser, M.A. Portman, X.H. Ning, C. Schomisch Moravec // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2001. – Vol. 280(4). – P. 1814-1820 .

156. Huxley A.F. Muscle structure and theories of contraction / A.F. Huxley // Progress in Biophysics and Biophysical Chemistry. – 1957. – Vol. 7. – P. 255-318 .

157. Huxley A.F. Proposed mechanism of force generation in striated muscle / A.F. Huxley, R.M. Simmons // Nature. – 1971. – Vol. 233(5321). – P. 533Hypercontractile properties of cardiac muscle fibers in a knock-in mouse model of cardiac myosin-binding protein-C / C.C. Witt, B. Gerull, M.J. Davies, T. Centner, W.A. Linke, L. Thierfelder // J. Biol. Chem. – 2001. – Vol. 276. – P. 5353-5359 .

159. Hypertrophic cardiomyopathy in cardiac myosin binding protein-C knockout mice / S.P. Harris, C.R.Bartley, T.A. Hacker, K.S. McDonald, P.S. Douglas, M.L. Greaser, P.A. Powers, R.L. Moss // Circ. Res. – 2002. – Vol. 90. – P. 594-601 .

160. Impact of beta-myosin heavy chain isoform expression on cross-bridge cycling kinetics / V.L. Rundell, V. Manaves, A.F. Martin, P.P. de Tombe // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2005. – Vol. 288(2). – P. 896-903 .

161. Influence of viscosity on myocardium mechanical activity: A mathematical model / L.B. Katsnelson, L.V. Nikitina, D. Chemla, O.E. Solovyova, C. Coirault, Y. Lecarpentier, V.S. Markhasin // Journal of Theoretical Biology. – 2004 – Vol. 230(3). – P 385-405 .

162. Investigation of a transgenic mouse model of familial dilated cardiomyopathy / W. Song, E. Dyer, D. Stuckey, M.C. Leung, M. Memo, C. Mansfield, M. Ferenczi, K. Liu, C. Redwood, K. Nowak, S. Harding, K. Clarke, D. Wells, S. Marston // J Mol Cell Cardiol. – 2010. – Vol. 49(3) .

– P. 380-389 .

163. Ishikava T. Modulation of Ca2+ transient decay by tension and Ca2+ removal in hyperthyroid myocardium / T. Ishikava, H. Kajiwara, S. Kurihara // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 1999. – Vol. 276. – P. H289-H299 .

164. Isometric force kinetics upon rapid activation and relaxation of mouse, guinea pig, and human heart muscle studied on the subcellular myofibrillar level / Stehle, M. Kruger, P. Scherer, K. Brixius, R.H. Schwinger, G. Pfitzer // Basic Res. Cardiol. – 2002. – Vol. 97, Suppl. 1. – P. 127-135 .

165. Izumo S. Protooncogene induction and reprogramming of cardiac gene expression produced by pressure overload / S. Izumo, B. Nadal-Ginard, V. Mahdavi // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 1988. – Vol. 85. – P. 339–343 .

166. Janson L.W. Actin-binding proteins regulate the work performed by myosin II motors on single actin filament / L.W. Janson, J.R. Sellers, D.L. Taylor // Cell Motil Cytoskel. – 1992. – Vol. 22. – P. 274-280 .

167. Josephson R.K. Contraction dynamics and power output of skeletal muscle / R.K. Josephson // Annu Rev Physiol. – 1993. – Vol. 55. – P. 527-546 .

168. Julian F.J. The effect of calcium on the force-velocity relation of briefly glycerinated frog muscle fibres / F.J. Julian // J Physiol. – 1971. – Vol .

218(1). – P. 117-145 .

169. Katz A.M. Homogeneity out of heterogeneity / A.M. Katz, P.B. Katz // Circulation. – 1989. – Vol. 79 (3). – P. 712–717 .

170. Katz A.M. Molecular biology in cardiology, a paradigmatic shift / A.M.Katz // J Mol Cell Cardiol. – 1988. – Vol. 20(4). – P. 355-66 .

171. Katz A.M. Physiology of the heart / A.M. Katz. – Lippincott: Williams & Wilkins, 2001. – 718 p .

172. Kinetic differences at the single molecule level account for the functional diversity of rabbit cardiac myosin isoforms / K.A. Palmiter, M.J. Tyska, D.E. Dupius, N.R. Alpert, D.M. Warshaw // J Physiol. – 1999. – Vol. 519. – P. 669-678 .

173. Kinetics of Cardiac Thin-Filament Activation Probed by Fluorescence Polarization of Rhodamine-Labeled Troponin C in Skinned Guinea Pig Trabeculae / M.G. Bell, E.B. Lankford, G.E. Gonye, G.C.R. Ellis-Davies, D.A. Martyn, M. Regnier, and R.J. Barsotti // J Biophysic. – 2006. – Vol .

90. – P. 531-543 .

174. Kishino A. Force measurements by micromanipulation of a single actin filament by glass needles / A. Kishino, T.Yanagida // Nature. – 1998. – Vol .

334. – P. 74-76 .

175. Kodama T. The initial phosphate burst in ATP hydrolysis by myosin and subfragment-1 as studied by a modified malachite green method for determination of inorganic phosphate / T. Kodama, K. Fukui, K. Kometani // J Biochem (Tokyo). – 1986. – Vol. 99, № 5. – P. 1465-1472 .

176. Konhilas J.P. Length-dependent activation in three striated muscle types of the rat / J.P. Konhilas, T.C. Irving, P.P. de Tombe // J Physiol. – 2002. – Vol. 544(1). – P. 225–236 .

177. Konhilas J.P. Myofilament calcium sensitivity in skinned rat cardiac trabeculae Role of interfilament spacing / J.P. Konhilas, T.C. Irving, P.P. de Tombe // Circ Res. – 2002. – Vol. 90. – P. 59-65 .

178. Kron S.J. Fluorescent actin filaments move on myosin fixed to a glass surface / S.J. Kron, J.A. Spudich // Proc Natl Acad Sci USA. – 1986. – Vol .

83. – P. 6272-6276 .

179. Krueger J.W. Myocardial sarcomere dynamics during isometric contraction / J.W. Krueger, G.H. Pollack // J Physiol. – 1975. – Vol. 251(3). – P.627-643 .

180. Lab M.J. Contraction-excitation feedback in myocardium. Physiological basis and clinical relevance / M.J. Lab // Circ Res. – 1982. – Vol. 50. – P. 757-766 .

181. Lab M.J. The effects of shortening on myoplasmic calcium concentration and on the action potential in mammalian ventricular muscle / M.J. Lab, D.G. Allen, C. Orchard // Circ Res. – 1984. – Vol. 55. – P. 825-829 .

182. Laemmli UK. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 / U.K. Laemmli // Nature. – 1970. – Vol. 227, № 5259. – P. 680-685 .

183. Lnnergren J. The force-velocity relation of isolated twitch and slow muscle fibres of Xenopus laevis / J. Lnnergren // J Physiol. – 1978. – Vol. 283. – P. 501-521 .

184. Left ventricular structure and function: basic science for cardiac imaging / P.P. Sengupta, J. Korinek, M. Belohlavek, J. Narula, M.A. Vannan, A. Jahangir, B.K. Khandheria // J Am Coll Cardiol. – 2006. – Vol. 48(10). – P. 1988-2001 .

185. Lehrer S.S. Dual effects of tropomyosin and troponin-tropomyosin on actomyosin subfragment 1 ATPase / S.S. Lehrer, E.P. Morris // J Biol Chem .

– 1982. – Vol. 257(14). – P. 8073-8080 .

186. Length and protein kinase A modulations of myocytes in cardiac myosin binding protein C-deficient mice / O. Cazorla, S. Szilagyi, N. Vignier, G. Salazar, E. Kramer, G. Vassort, L. Carrier, A. Lacampagne // Cardiovasc. Res. – 2006. – Vol.69. – P. 370-380 .

187. Length dependence of calcium- and force-transients in normal and failing human myocardium / C.F. Vahl, T. Timek, A. Bonz, H. Fuchs, R. Dillman, S. Hagl // J Mol Cell. – 998. – Vol. 30. – P. 957–966 .

188. Lew W.Y.W. Functional consequences of regional heterogeneity in the left ventricle. In: Theory of Heart: Biomechanics, Biophysics and Nonlinear Dynamics of Cardiac Function. New York: Springer-Verlag, 1991 P. H209–H237 .

189. Loaded shortening, power output, and rate of force redevelopment are increased with knockout of cardiac myosin binding protein-C / F.S. Korte, K.S. McDonald, S.P. Harris, R.L. Moss // Circ.Res. – 2003. – Vol. 93. – P. 752-758 .

190. Lu X. Temperature-dependence of isometric tension and cross-bridge kinetics of cardiac muscle fibers reconstituted with a tropomyosin internal deletion mutant / X. Lu, L.S. Tobacman, M. Kawai // Biophys J. – 2006. – Vol. 91(11). – P. 4230-4240 .

191. Machackova J. Molecular defects in cardiac myofibrillr proteins due to thyroid hormone imbalance and diabetes / J. Machackova, J. Barta, N.S. Dhalla // Can j Physiol Pharmacol. – 2005. – Vol. 83. – P. 1071-1091 .

192. Malmqvist Ulf.P. Cardiac myosin isoforms from different species have unique enzymatic and mechanical properties / Ulf.P. Malmqvist, A. Aronsham, S. Lowey // Biochemistry. – 2004. – Vol. 43. – P. 15058Margossian S.S. Preparation of myosin and its subfragments from rabbit skeletal muscle / S.S. Margossian, S. Lowey // Methods Enzymol. – 1982. – Vol. 85. – P. 55-71 .

194. Martyn D.A. Influence of Length on Force and Activation-Dependent Changes in Troponin C Structure in Skinned Cardiac and Fast Skeletal Muscle / D.A. Martyn and A.M. Gordon // J Biophys. – 2001. – Vol. 80. – P. 2798–2808 .

195. Mashanov G.I. Automatic detection of single fluorophores in live cells / G.I. Mashanov, J.E. Molloy // Biophys J. – 2007. – Vol. 92(6). – P. 2199Mathematical modelling of contribution of myocardium mechanical inhomogeneity in its contractile function / V.S. Markhasin, L.B. Katsnelson, L.V. Nikitina, Yu.L. Protsenko // General Physiology & Biophysics. – 1997 .

– Vol. 16(2) – P. 101-137 .

197. McDonald K.S. Force-velocity and power-load curves in rat skinned cardiac myocytes / K.S. McDonald, M.R. Wolff, R.L. Moss // J Physiol. – 1998. – Vol. 511 (Pt 2). – P. 519-531 .

198. McDonald K.S. Osmotic Compression of Single Cardiac Myocytes Eliminates the Reduction in Ca2+ Sensitivity of Tension at Short Sarcomere Length / K.S. McDonald, R.L. Moss // Circ Res. – 1995. – Vol. 77. – P. 199McKillop, D. F. Regulation of the interaction between actin and myosin subfragment 1: evidence for three states of the thin filament / D.F. McKillop, and M. A. Geeves // J Biophys. – 1993. – Vol. 65. – P. 693Mechanical inhomogeneity of myocardium studied in parallel and serial cardiac muscle duplexes: experiments and models / O. Solovyova, L. Katsnelson, S. Guryev, L. Nikitina, Yu. Protsenko, S. Routkevitch, V. Markhasin. // Chaos, Solitons & Fractals. – 2002. – Vol. 13(8). – P. 1685Mechanical stress stimulates phospholipase C activity and intracellular calcium ion levels in neonatal rat cardiomyocytes / C. Ruwhof, J.T. van Wamel, L.A. Noordzij, S. Aydin, J.C. Harper, A. van der Laarse // Cell Calcium. – 2001. – Vol. 29(2). – P. 73-83 .

202. Mechanochemical coupling in actomyosin energy transduction studied by in vitro movement assay / Y. Harada, K. Sakurada, T. Aoki, D.D. Thomas, T. Yanagida // J Mol Biol. – 1990. – Vol. 216(1). – P. 49-68 .

203. Mechano-electric interactions in heterogeneous myocardium: development of fundamental experimental and theoretical models / V.S. Markhasin, O. Solovyova, L.B. Katsnelson, Y. Protsenko, P. Kohl, D. Noble // Prog Biophys Mol Biol. – 2003. – Vol. 82, №1-3. – P. 207-220 .

204. Metzger J.M. Effects of troponin C isoforms on pH sensitivity of contraction in mammalian fast and slow skeletal muscle fibres / J.M. Metzger // J Physiol. – 1996. – Vol. 492 ( Pt 1). – P. 163-172 .

205. Molecular and physiological effects of overexpressing striated muscle betatropomyosin in the adult murine heart / M. Muthuchamy, I.L. Grupp, G. Grupp, B.A. O’Toole, A.B. Kier, G.P. Boivin, J. Neumann, D.F. Wieczorek // J. Biol. Chem. – 1995. – Vol. 270. – P. 30593–30603 .

206. Molecular mechanics of cardiac myosin-binding protein C in native thick filaments / M.J. Previs, B.S. Previs, J. Gulick, J. Robbins, D.M. Warshaw // Science. – 2012. – Vol. 337(6099). – P. 1215–1218

207. Molecular mechanics of mouse cardiac myosin isoforms / N. R. Alpert, C. Brosseau, A. Federico, M. Krenz, J. Robbins, and D. M. Warshaw // Am .

J. Physiol. Heart Circ. Physiol. – 2002. – Vol.283. – P. 1446-1454 .

208. Morris C.A. Modulation of thin filament activation using an inactivated cardiac troponin C in skinned skeletal muscle fibers / C.A. Morris, L.S. Tobacman, E. Homsher // Biophys J. – 1998. – Vol. 74. – P. 173 .

209. Moss R.L. Effects of partial extraction of troponin complex upon the tension-pCa relation in rabbit skeletal muscle. Further evidence that tension development involves cooperative effects within the thin filament / R.L. Moss, J.D. Allen, M.L. Greaser // J Gen Physiol. – 1986. – Vol. 87(5) .

– P. 761-774 .

210. Moss R.L. Effects on shortening velocity of rabbit skeletal muscle due to variations in the level of thin-filament activation / R.L. Moss // J Physiol. – 1986. – Vol. 377. – P. 487-505 .

211. Moss R.L. Myosin Crossbridge activation of cardiac thin filaments:

Implications for myocardial function in health and disease / R.L. Moss, M. Razumova, D.P. Fitzsimons // Circ Res. – 2004. – Vol. 94. – P. 1290Moss R.L. The effects of partial extraction of TnC upon the tension-pCa relationship in rabbit skinned skeletal muscle fibers / R.L. Moss, G.G. Giulian, M.L. Greaser // J Gen Physiol. – 1985. – Vol. 86(4). – P. 585Movement and force produced by a single myosin head / J.E. Molloy, J.E. Burns, J. Kendrick-Jones, R.T. Tregear, D.C.S. White // Nature. – 1995 .

– Vol. 378. – P. 209-212 .

214. MRI myocardial motion and fiber tracking: a confirmation of knowledge from different imaging modalities / G.D. Buckberg, A. Mahajan, B. Jung, M. Markl, J. Hennig, M. Ballester-Rodes // Eur J Cardiothorac Surg. – 2006 .

– Vol. 29 Suppl 1. – P. 165-177 .

215. Myosin adenosine triphosphatase activity in the volume-overloaded hypertrophied feline right ventricle / R.A. Carey, G. Natarajan, A.A. Bove, R.L. Coulson, J.F. Spann // Circ. Res. – 1979. – Vol. 45(1) – P. 81–87 .

216. Myosin binding surface on actin probed by hydroxyl radical footprinting and site-directed labels / Z.A. Oztug Durer, J.K. Kamal, S. Benchaar, M.R. Chance, E. Reisler // J. Mol. Biol. – 2011. – 414. – P. 204–216 .

217. Myosin from failing and non-failing human ventricles exhibit similar contractile properties / T. Noguchi, P. Jr. Camp, S.L. Alix, J.A. Gorga, K.J. Begin, B.J. Leavitt, F.P. Ittleman, N.R. Alpert, M.M. LeWinter, P. Van'Buren // J Mol and Cell Cardiol. – 2003. – Vol. 35. – P. 91-97 .

218. Myosin heavy chain composition and the economy of contraction in healthy and diseased human myocardium / N.A. Narolska, S. Eiras, R.B. van Loon, N.M. Boontje, R.S. Zaremba, S.R.Berg, W. Stooker, M.A. Huybregts, F.C. Visser, J. van der Velden, G.J. Stienen // J Muscle Res Cell Motil. – 2005. – Vol. 26. – P.39-48 .

219. Myosin heavy chain isoform expression in the failing and nonfailing human heart / S. Miyata, W. Minobe, M.R. Bristow, L.A. Leinwand // Circ Res. – 2000. – Vol. 86. – P. 386-390 .

220. Myosin isoenzyme redistribution in chronic heart overload / A.M. Lompre, K. Schwartz, A. d’Albis, G. Lacombe, N. van Thiem, B. Swynghedauw // Nature. – 1979. – Vol. 282. – P. 105–107 .

221. Myosin isozymic distribution correlates with speed of myocardial contraction / K. Schwartz, Y. Lecarpentier, J.L. Martin, A.M. Lompre, J.J. Mercadier, B. Swynghedauw // J Mol Cell Cardiol. – 1981. – Vol. 13. – P. 1071-1075 .

222. Myosin S2 is not required for effects of myosin binding protein-C on motility / J.F. Shaffer, M.V. Razumova, An-Yue Tu, M. Regnier, S.P. Harris // FEBS Let. – 2007. – Vol. 581. – P. 1501–1504 .

223. Myosin types and fiber types in cardiac muscle. I. Ventricular myocardium / S. Sartore, L. Gorza, S. Pierobon Bormioli, L. Dalla Libera, S. Schiaffino // J Cell Biol. – 1981. – Vol. 88. – P. 226-233 .

224. Myosin-binding protein C displaces tropomyosin to activate cardiac thin filaments and governs their speed by an independent mechanism /J.Y. Mun, M.J. Previs, Y. Yu. Hope, J. Gulick, L.S. Tobacman, S.B. Previs, J. Robbins, D. M. Warshaw, R. Craiga // PNAS. –2014. – Vol. 111(6). – P. 2170-2175 .

225. Nikitina L. Mechanical and kinetic properties of rabbit cardiac isomyosins V1 and V3 compared in an in vitro motility assay and optical tweezers / L. Nikitina, G. Kopylova and J.E. Molloy // Journal of Muscle Research and Cell Motility. – 2005. – Vol. 26(1). – P. 74 .

226. Noble M.I. Force-velocity relationship of cat cardiac muscle, studied by isotonic and quick-release techniques / M.I. Noble, T.E. Bowen, L.L. Hefner // Circulat. Res. – 1969. – Vol. 20. – P. 112-123 .

227. Offer G. A new protein of the thick filaments of vertebrate skeletal myofibrils. Extractions, purification and characterization / G. Offer, C. Moos, R. Starr // J. Mol. Biol. – 1973. – Vol. 74. – P. 653 – 676 .

228. Optimization of myocardial function / N.R. Alpert, L.A. Mulieri, G. Hasenfuss, Ch. Holubarsch // Myocardial optimization and efficiency, evolutionary aspects and philosophy of science consideration. – Steinkopff Verlag Darmstadt Springer-Verlag New York, 1994. – P. 30-40 .

229. Pagani E.D. Rabbit papillary muscle myosin isozymes and the velocity of muscle shortening / E.D. Pagani, F.J. Julian // Circ Res. – 1984. – Vol .

54(5). – P. 586-594 .

230. Pardee J.D. Purification of muscle actin / J.D. Pardee, J.A. Spudich // Methods Enzymol. – 1982. – Vol. 85. – P. 164-179. 148 .

231. Perry S.V. Vertebrate tropomyosin: distribution, properties and function / S.V. Perry // J Muscle Res Cell Motil. – 2001. – Vol. 22. – P.45-49 .

232. Podolsky R.J. The relation between calcium and contraction kinetics in skinned muscle fibres / R.J. Podolsky, L.E. Teichholz // J Physiol. – 1970. – Vol. 211(1). – P. 19-35 .

233. Pope B. The ATPase activities of rat cardiac myosin isoenzymes / B. Pope, J.F.Y. Hoh, A. Weeds // FEBS Lett. – 1980. – Vol. 118. – P. 205-208 .

234. Potter J.D. Preparation of troponin and its subunits / J.D. Potter // Methods Enzymol. – 1982. – Vol. 85. – P. 241-263 .

235. Power output is linearly related to MyHC content in rat skinned myocytes and isolated working hearts / F.S. Korte, T.J. Herron, M.J. Rovetto, K.S. McDonald // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2005. – Vol. 289(2). – P. 801-812 .

236. Previs M.J Molecular modulation of actomyosin function by cardiac myosin-binding protein C / M.J. Previs, A.J. Michalek, D.M. Warshaw // Pflugers Arch - Eur J Physiol. – 2014. – Vol. 466. – P. 439–444

237. Pringle J.W. The Croonian Lecture, 1977. Stretch activation of muscle:

function and mechanism / J.W. Pringle // Proc R Soc Lond B Biol Sci. – 1978. – Vol. 201(1143). – P. 107-130 .

238. Purcell I.F. Functional analysis of human cardiac troponin by the in vitro motility assay: comparison of adult, foetal and failing hearts / I.F. Purcell, W. Bing, S.B. Marston // Cardiovasc Res. – 1999. – Vol. 43. – P. 884–891 .

239. Rao V.S. Phosphorylation of tropomyosin extends cooperative binding of myosin beyond a single regulatory unit / V.S. Rao, E.N. Marongelli, W.H. Guilford // Cell Motil Cytoskeleton. – 2009. – Vol. 66(1). – P 10-23 .

240. Razumova M.V. Different myofilament nearest-neighbor interactions have distinctive effects on contractile behavior / M.V.Razumova, A.E. Bukatina, K.B. Campbell // Biophysical Journal. – 2000. – Vol. 78(6). – P. 3120–3137 .

241. Reducing thin filament Ca2+ affinity with a cTnC variant (L57Q) reduces force but enhances cross-bridge dependence of cooperative activation in demembranated rat trabeculae / C.W. Turtle, F.S. Korte, M.V. Razumova, M. Regnier // Biophys J. – 2011. – Vol. 100 (3). – P. 453a-453a .

242. Regulated crosslinked actin filaments and the decoupling between their ATPase activity and sliding motility / H. Honda, N. Tagami, K. Hatori, K. Matsuno // J Biochem. – 1997. – Vol. 121(1). – P. 47-49 .

243. Regulation of force and unloaded sliding speed in single thin filaments:

effects of regulatory proteins and calcium / E. Homsher, D.M. Lee, C. Morris, D. Pavlov, L.S. Tobacman // J Physiol. – 2000. – Vol. 524 Pt 1. – P. 233-243 .

244. Rescue of tropomyosin induced familial hypertrophic cardiomyopathy mice by transgenesis / G. Jagatheesan, S. Rajan, N. Petrashevskaya, A. Schwartz, G. Boivin, G.M. Arteaga, R.J. Solaro, S.B. Liggett, D.F. Wieczorek // Am. J .

Physiol. Heart Circ. Physiol. – 2007. – Vol. 293. – P. H949–H958 .

245. Role of cardiac myosin binding protein C in sustaining left ventricular systolic stiffening / B.M. Palmer, D. Georgakopoulos, P.M. Janssen, Y. Wang, N.R. Alpert, D.F. Belardi, S. P. Harris, R.L. Moss, P.G. Burgon, C.E. Seidman, J.G. Seidman, D.W. Maughan, D.A. Kass // Circ. Res. – 2004. – Vol.94. – P. 1249-1255 .

246. Role of myosin heavy chain composition in the stretch activation response of rat myocardium / J.E. Stelzer, S.L. Brickson, M.R. Locher, R.L. Moss // J Physiol. – 2007. – Vol. 15 (579). – P. 161-73 .

247. Role of tropomyosin isoforms in the calcium sensitivity of striated muscle thin filaments / S.E. Boussouf, R. Maytum, K. Jaquet, M.A. Geeves // J .

Muscle Res. Cell. Motil. – 2007. – Vol. 28. – P. 49–58 .

248. Sadayappan S Cardiac myosin binding protein-C as a central target of cardiac sarcomere signaling: a special mini review series / S. Sadayappan, P.P. de Tombe // Pflugers Arch - Eur J Physiol. – 2014. – Vol. 466. – P. 195–200

249. Saeki Y. Crossbridge dynamics under various inotropic states in cardiac muscle: evaluation by perturbation analysis / Y. Saeki // Jpn J Physiol. – 1995. –Vol. 45. – P. 687-705. 32 .

250. Schoenberg M. Effect of ionic strength on skinned rabbit psoas fibers in the presence of magnesium pyrophosphate / M. Schoenberg // Biophys J. – 1991. – Vol. 60(3). – P. 690-696 .

251. Shchepkin D.V. Study of reciprocal effects of cardiac myosin and tropomyosin isoforms on actin-myosin interaction with in vitro motility assay / D.V. Shchepkin, G.V. Kopylova, L.V. Nikitina // Biochemical and Biophysical Research Communications. – 2011. – V. 415. – P. 104-108 .

252. Shifts in the myosin heavy chain isozymes in the mouse heart result in increased energy efficiency / K. Hoyer, M. Krenz, J. Robbins, J.S. Ingwall // J Mol Cell Cardiol. – 2007. – Vol. 42(1). – P. 214-221 .

253. Siemankowski R.F. ADP dissociation from actomyosin subfragment 1 is sufficiently slow to limit the unloaded shortening velocity in vertebrate muscle / R.F. Siemankowski, M.O. Wiseman, H.D. White // Proc Natl Acad Sci U S A. – 1985. – Vol. 82(3). – P. 658-662 .

254. Single-Molecule Mechanics of R403Q Cardiac Myosin Isolated From the Mouse Model of Familial Hypertrophic Cardiomyopathy / M.J. Tyska, E. Hayes, M. Giewat, C.E. Seidman, J.G. Seidman, D.M. Warshaw // Circ .

Res. – 2000. – Vol. 86. – P. 737-744 .

255. Single-myosin crossbridge interactions with actin filaments regulated by troponin-tropomyosin / N.M. Kad, S.Kim, D.M. Warshaw, P. VanBuren, J.E.Baker // PNAS. – 2005. – Vol. 102, №47. – P. 16990-16995 .

256. Skeletal muscle regulatory proteins enhance F-actin in vitro motility / A.M. Gordon, Y. Chen, B. Liang, M. LaMadrid, Z. Luo, P.B. Chase // Adv Exp Med Biol. – 1998. – Vol. 453. – P. 187-196 .

257. Sliding velocity of isolated rabbit cardiac myosin correlates with isozyme distribution / H. Yamashita, S. Sugiura, T. Serizawa, T. Sugimoto, M. Iizuka, E. Katayama, T. Shimmen // Am J Physiol. – 1992. – Vol. 263. – P. 464-472 .

258. Smillie L.B. Preparation and identification of alpha- and beta-tropomyosins / L.B. Smillie // Methods Enzymol. – 1982. – Vol. 85, №2. – P. 234-241 .

259. Smith S.H. Length dependence of cardiac myofilament Ca2+ sensitivity in the presence of substitute nucleoside triphosphates / S.H. Smith, F. Fuchs // J Mol Cell Cardiol. – 2002. – Vol. 34. – P. 547–554 .

260. Smooth, cardiac and skeletal muscle myosin force and motion generation assessed by cross-bridge mechanical interactions in vitro / D.E. Harris, S.S. Work, R.K. Wright, N.R. Alpert, D.M. Warshaw // J Muscle Res Cell Motil. – 1994. – Vol. 15(1). – P. 11-19 .

261. Solaro R. J. Maintaining cooperation among cardiac myofilament proteins through thick and thin / R. J. Solaro // J Physiol. – 2009. – Vol. 587(1). – P. 3 .

262. Squire J.M. Structural evidence for the interaction of C-protein (MyBPC) with actin and sequence identification of a possible actinbinding domain / J.M. Squire, P.K. Luther, C. Knupp // J. Mol. Biol. – 2003. – Vol. 331. – P. 713-724 .

263. Steady-state force-velocity relation in the ATP-dependent sliding movement of myosin-coated beads on actin cables in vitro studied with a centrifuge microscope / K. Oiwa, S. Chaen, E. Kamitsubo, T. Shimmen, H. Sugi // Proc Natl Acad Sci U S A. – 1990. –Vol. 87(20). – P. 7893-7897 .

264. Stelzer J.E. Ablation of myosin-binding protein-C accelerates force development in mouse myocardium / J.E. Stelzer, D.P. Fitzsimons, R.L. Moss // J. Biophys. – 2006. – Vol. 90. – P. 4119 – 4127 .

265. Stiffness of skinned rabbit psoas fibers in MgATP and MgPPi solution / B. Brenner, J.M. Chalovich, L.E. Greene, E. Eisenberg, M. Schoenberg // Biophys J. – 1986. – Vol. 50(4). – P. 685-691 .

266. Stretch and quick release of rat cardiac trabeculae accelerates Ca2+ waves and triggered propagated contractions / Y.Wakayama, M. Miura, Y. Sugai, Y. Kagaya, J. Watanabe, H.E.D.J. ter Keurs, K. Shirato // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2001. – Vol. 281. – P. H2133–H2142 .

267. Stretch-dependent modulation of [Na+]i, [Ca2+]i, and pHi in rabbit myocardium — a mechanism for the slow force response / C. Luers, F. Fialka, Elgner A., D. Zhu, J. Kockskamper, D. von Lewinski, B. Pieske // Cardiovasc Res. – 2005. – Vol. 68. – P. 454 – 463 .

268. Structural and functional reconstitution of thin filaments in the contractile apparatus of cardiac muscle / H. Fujita, K. Yasuda, S. Niitsu, T. Funatsu, and S. Ishiwata // J Biophys. –1996. – Vol. 71. – P. 2307- 2318 .

269. Structural studies of myosin : nucleotide complexes: A revised model for the molecular basis of muscle contraction / A.J. Fisher, C.A. Smith, J. Thoden, R. Smith, K. Sutoh, H.M. Holden, I. Rayment // Biophys. J. – 1995. – V. 68 .

– P. 19-28 .

270. Sugiura S. Functional characterization of cardiac myosin isoforms / S. Sugiura H. Yamashita // J Physiol (Japanese). – 1998. – Vol. 48. – P. 173Sun Y.-B. The molecular basis of the steep force–calcium relation in heart muscle / Y.-B. Sun, M. Irving // J Mol Cell Cardiol. – 2010. – Vol. 48(5). – P. 859–865 .

272. Sweeney H.L. Function of the N-terminus of the myosin essential light chain of vertebrate striated muscle, H.L Sweeney Biophys. J. 68 (1995) 112–119 .

273. Systolic ventricular filling / F. Torrent-Guasp, M.J. Kocica, A. Corno, M. Komeda, J. Cox, A. Flotats, M. Ballester-Rodes, F. Carreras-Costa // Eur J Cardiothorac Surg. – 2004. – Vol. 25(3). – P. 376-386 .

274. Tahiliani A.G. Diabetes-induced abnormalities in the myocardium / A.G. Tahiliani, J.H. McNeill // Life Sci. – 1986. – Vol. 38(11). –P. 959-974 .

275. Ter Keurs H.E.D.G. Electromechanical coupling in the cardiac myocyte;

stretch-arrhythmia feedback / H.E.D.G. Ter Keurs // Pflug Arch. – 2011. – Vol. 462. – P. 165–175 .

276. The active state of the thin filament is destabilized by an internal deletion in tropomyosin / C.A. Landis, A. Bobkova, E. Homsher, L.S. Tobacman // J. Biol. Chem. – 1997. – Vol.272. – P. 14051–14056 .

277. The major myosin-binding domain of skeletal muscle MyBP-C (C protein) resides in the COOH-terminal, immunoglobulin C2 motif / T. Okagaki, F.E. Weber, D.A. Fischman, K.T. Vaughan, T. Mikawa, F.C. Reinach // J. Cell. Biol. – 1993. – Vol. 123. – P. 619 - 626 .

278. The myosin C-loop is an allosteric actin contact sensor in actomyosin / K.K. Ajtai, M.F. Halstead, M. Nyitrai, A.R. Penheiter, Y. Zheng, T.P .

Burghardt // Biochemistry. – 2009. – Vol. 48. – P. 5263–5275 .

279. The Role of the N-Terminus of the Myosin Essential Light Chain in Cardiac Muscle Contraction / K. Kazmierczak, Y. Xu, M. Jones, G. Guzman, O.M. Hernandez, G.L.W. Kerrick, D. Szczesna-Cordary // J .

Mol. Biol. – 2009. – Vol. 387. – P. 706 - 725 .

280. The role of tropomyosin domains in cooperative activation of the actinmyosin interaction / Y. Oguchi, J. Ishizuka, Hitchcock DeGregori, S. Ishiwata, M.Kawai // J. Mol. Biol. – 2011. – Vol. 414. – P. 667–680 .

281. The stiffness of rabbit skeletal actomyosin cross-bridges determined with an optical tweezers transducer / C. Veigel, M.L. Bartoo, D.C. White, J.C. Sparrow, J.E.Molloy // Biophys J. – 1998. – Vol. 75(3). – P. 1424-38 .

282. The ultrastructural location of C-protein, X-protein and H-protein in rabbit muscle / P. Bennett, R. Craig, R. Starr, G. Offer // J. Muscle Res .

Cell. Motil. – 1986. – Vol. 7. – P. 550 - 567 .

283. Three-dimensional structure of myosin subfragment-1: a molecular motor / I. Rayment, W.R. Rypniewski, K. Schmidt-Base, R. Smith, D.R. Tomchick, M.M. Benning, D.A. Winkelmann, G Wesenberg and H.M. Holden // Science. – 1993. – Vol. 261. – P. 50-58 .

284. Tobacman L.S. Mechanism of regulation of cardiac actin-myosin subfragment 1 by troponin-tropomyosin / L.S. Tobacman, R.S. Adelstein // Biochemistry. – 1986. – Vol. 25(4). – P. 798-802 .

285. Transmural dispersion of myofiber mechanics: implications for electrical heterogeneity in vivo / H. Ashikaga, B.A. Coppola, B. Hopenfeld, E.S. Leifer, E.R. McVeigh, J.H. Omens // J Am Coll Cardiol. – 2007. – Vol .

49(8). – P. 909-916 .

286. Transmural mechanics at left ventricular epicardial pacing site / H. Ashikaga, J.H. Omens, N.B. Ingels., J.W. Covell // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2004. – Vol. 286(6). – P. 2401-2407 .

287. Transmural variation in myosin heavy chain isoform expression modulates the timing of myocardial force generation in porcine left ventricle / J.E. Stelzer, H.S. Norman, P.P. Chen, J.R. Patel and R.L. Moss // J Physiol .

– 2008. – Vol. 586. – P. 5203-5214 .

288. Tropomyosin and actin isoforms modulate the localization of tropomyosin strands on actin filaments / W. Lehman, V. Hatch, V. Korman, M. Rosol, L. Thomas, R. Maytum, M.A. Geeves, J.E. van Eyk, L.S. Tobacman, R. Craig // J Mol Biol. – 2000. – Vol. 302. – P. 593-606 .

289. Tropomyosin period 3 is essential for enhancement of isometric tension in thin filament-reconstituted bovine myocardium / M. Kawai, X. Lu, S.E. Hitchcock-Degregori, K.J. Stanton, M.W. Wandling // J. Biophys. – 2009. – P. 380-967

290. Unloaded shortening increases peak of Ca2+ transients but accelerates their decay in rat single cardiac myocytes / S. Yasuda, S. Sugiura, H. Yamashita, S. Nishimura, Y. Saeki, S. Momomura, K. Katoh, R. Nagai, H. Sugi // Am J Physiol Heart Circ Physiol. – 2003. – Vol. 285. – P. H470–H475 .

291. Unloaded shortening of skinned muscle fibers from rabbit activated with and without Ca2+ / D.A. Martyn, P.B. Chase, J.D. Hannon, L.L. Huntsman, M.J. Kushmerick, A.M. Gordon // Biophys J. – 1994. – Vol. 67(5). – P. 1984-1993 .

292. Uyeda T.Q. Myosin step size. Estimation from slow sliding movement of actin over low densities of heavy meromyosin / T.Q. Uyeda, S.J. Kron, J.A. Spudich // J Mol Biol. – 1990. – Vol. 214(3). – P. 699-710 .

293. van der Velden J. Age-dependent changes in myosin composition correlate with enhanced economy of contraction in guinea-pig hearts / J. van der Velden, A.F. Moorman, G.J. Stienen // J Physiol. – 1998. – Vol. 507, № 2. – P. 497-510 .

294. van der Velden J. Minoxidil-induced cardiac hypertrophy in guinea pigs / J. van der Velden, P. Borgdorff, C.J.M. Stienen // Cell Mol Life Sci. – 1999 .

– Vol. 55. – P. 788-798 .

295. VanBuren P. Enhanced force generation by smooth muscle myosin in vitro / P. VanBuren, S.S. Work, D.M.Warshaw // Proc Natl Acad Sci U S A. – 1994. –Vol. 91(1). – P. 202-205 .

296. VanBuren P. Tropomyosin directly modulates actomyosin mechanical performance at the level of a single actin filament / P. VanBuren, K.A. Palmiter, D.M. Warshaw // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 1999. – Vol.96. – P.12488–12493 .

297. Wang Y. The off rate of Ca2+ from troponin C is regulated by forcegenerating cross bridges in skeletal muscle / Y. Wang, W.G.L. Kerrick // J Appl Physiol. – 2002. – Vol. 92. – P. 2409–2418 .

298. Woledge R.C. Energetic aspects of muscle contraction / R.C. Woledge, N.A. Curtin, E. Homsher. – London: Academic Press. – 1985. – P. 8-212 .

299. Woledge R.C. The energetics of tortoise muscle / R.C. Woledge // J Physiol .

– 1968. – Vol. 197(3). – P. 685-707 .

300. Yamamoto K. The binding of skeletal muscle C-protein to regulated actin / K. Yamamoto // FEBS let. – 1986. – Vol. 208. – P. 122 – 127 .

301. Yamamoto K. The c-proteins of rabbit red, white, and cardiac muscles / K.Yamamoto, C. Moos // J. Biol. Chem. – 1983. – Vol. 258. – P. 8395– 8401 .



Pages:     | 1 ||



Похожие работы:

«United Nations Development Program – Global Environmental Facility (UNDP-GEF) Black Sea Environmental Programme Black Sea Ecosystems Recovery Project Т.А. Беленко Экологические проблемы Чёрного и Азовского морей – естественнонаучные и социальные аспекты Научно-методическое пособие для учител...»

«Вестник НПУА. “Химические и природоохранные технологии”. 2016. №1 УДК 631.4 ЭКОЛОГИЧЕСКИ ЧИСТАЯ ТЕХНОЛОГИЯ ПЕРЕРАБОТКИ РЕЗИНОСОДЕРЖАЩИХ ОРГАНИЧЕСКИХ ОТХОДОВ А.А . Исаков Национальный политехнический университет Армении Рассмотрены вопросы переработки органических резиносодержащих промышле...»

«Научно-исследовательская работа Применение лекарственных трав для профилактики авитаминозов, глистных инвазий и улучшения яйценоскости кур содержащихся в домашних условиях Выполнила: Тотоева Тамара Георгиевна учащаяся _11 класса муни...»

«ГЕРОНТОЛОГИЯ научно-практический журнал, 2017, Т. 5, № 1 GERONTOLOGY Scientific Journal, 2017, Vol. 5, № 1ISSN 2307-4248 УДК: 612.67: 616.37:612.67:577.22 БИОМАРКЁРЫ СТАРЕНИЯ: ОТ ФУНКЦИИ К МОЛЕКУЛЯРНО...»

«Труды БГУ 2010, том 4, выпуск 2 Обзоры УДК 547.944/945 РАЗРАБОТКА СПОСОБОВ ВЫДЕЛЕНИЯ АЛКАЛОИДОВ ИНДОЛЬНОГО РЯДА ИЗ ЛИСТЬЕВ CATHARANTHUS ROSEUS С.Н. Ромашко, О.В. Молчан, В.М. Юрин Белорусский Государственный Университет, Минск, Республика Беларусь Введение Несмотря на успехи промышленного син...»

«Самарская Лука: проблемы региональной и глобальной экологии. 2011. – Т. 20, № 2. – С. 31-43. УДК 598.1(091)(470.53) ОБ ИСТОРИИ ИЗУЧЕНИЯ ГЕРПЕТОФАУНЫ ПЕРМСКОГО КРАЯ 2011 А.Г. Бакиев, Н.А. Четанов* Институт экологии Волжского бассейна РАН, г. Тольятти (Россия) П...»

«Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования "СИБИРСКИЙ ФЕДЕРАЛЬНЫЙ УНИВЕРСИТЕТ" Институт управления бизнес-процессами и экономики Кафедра экономики и управления в строительном комплексе УТВЕРЖДАЮ Зав. Кафедрой:...»

«Лето 2014: Публикуется Альянсом по сохранению сайгака выпуск 18 SAIGA NEWS Издается на 6-ти языках для информационного обмена по вопросам экологии и охраны сайгака Фото Е. Полонского Барьеры как угроза миграции сайгака в Казахстане Штеффен Цутер, АСБК, steffen.zuther@acbk...»

«4 ЭЛЕКТРОННЫЙ КОМПЬЮ ТЕРНЫЙ МИОГРАФ Калакутский Л.И., Абрамов Д.А., Белянин Ф.А., Никонов А.В. Важным направлением в диагностике опорно-двигательного аппа­ рата является измерение параметров биоэлектрической активности мышц электронейромиография. Целью настоящей...»

«Серия "ЧУЖЕРОДНЫЕ ВИДЫ РОССИИ" РОССИЙСКАЯ АКАДЕМИЯ НАУК Институт проблем экологии и эволюции им. А. Н. Северцова Секция инвазий чужеродных видов Комиссии РАН по сохранению биологического разнообразия Программа фундаментальных исследований Президиума РАН "Биоразнообра...»

«СОРОКИНА МАРИЯ ВЯЧЕСЛАВОВНА КОМПЛЕКСНЫЙ АНАЛИЗ ПОЛИМОРФИЗМА ГЕНОВ ФАКТОРОВ РОСТА И АПОПТОЗА И ИХ ВЗАИМОСВЯЗЬ С ОСОБЕННОСТЯМИ КЛИНИЧЕСКОГО ПРОЯВЛЕНИЯ И ТЕЧЕНИЯ МИОМЫ МАТКИ 03.02.07 – генетика Диссертация на соискание ученой степени кандидата медицинск...»

«РОССИЙСКАЯ ФЕДЕРАЦИЯ Министерство образования Иркутской области Рабочая программа по факультативу: "Анатомия человека" 8 класс 2015-2016 учебный год Составитель: Жданова Н.В., учитель биологии и химии ГОКУ "Санаторная школа-инт...»




 
2019 www.mash.dobrota.biz - «Бесплатная электронная библиотека - онлайн публикации»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.